По всем вопросам звоните:

+7 495 274-22-22

УДК: 639.3.041.2+ 543.94+542.978 DOI:10.33920/sel-09-2505-06

Влияние различных концентраций ДМСО на параметры подвижности спермы белуги

А.Д. Колумбет Астраханский государственный технический университет, Россия, Астрахань
М.Н. Коляда Федеральный исследовательский центр ЮНЦ РАН, Россия, Ростов-на Дону
В.П. Осипова Федеральный исследовательский центр ЮНЦ РАН, Россия, Ростов-на Дону
Е.Н. Пономарева Федеральный исследовательский центр ЮНЦ РАН, Россия, Ростов-на Дону
В.Ф. Зайцев Астраханский государственный технический университет, Россия, Астрахань

Широкое использование диметилсульфоксида (ДМСО) в качестве криопротектора сперматозоидов рыб, в том числе реликтовых осетровых, а также растворителя липофильных антиоксидантов, вносимых в базовые ДМСО-содержащие криозащитные среды, увеличивает риск криоповреждения репродуктивных клеток данных видов рыб, обладающих низкой криорезистентностью. В работе исследовано влияние различных концентраций данного криопротектора (10, 11, 16, 21, 27 и 32%) в составе криозащитной среды (3 ммоль/л KCl, 111 ммоль/л NaCl, 2 ммоль/л CaCl2 , 24 ммоль/л NaHCO3 и 200 ммоль/л глюкозы) на параметры подвижности спермы белуги (процент подвижных клеток и время движения клеток) до и после криоконсервации. При повышении концентрации ДМСО установлено значительное снижение процента подвижных сперматозоидов белуги после этапа уравновешивания в течение 15 минут, что подтверждает токсичность данного криопротектора для сперматозоидов осетровых. Сперма белуги, дефростированная после замораживания и низкотемпературного (–196 °С) хранения в течение трех суток демонстрирует всего 10,5–2,8% от подвижности до криоконсервации, за исключением концентрации ДМСО 32%, при которой подвижность составляет уже 87,5% от подвижности спермы до замораживания. Установлены немонотонные зависимости подвижности дефростированной спермы, а также продолжительности движения спермы рыб до и после криоконсервации от концентрации ДМСО, что указывает на важность оптимизации протоколов консервирования репродуктивных клеток самцов осетровых с использованием ДМСО-содержащих криопротекторных сред.

Литература:

1. Бурцев, И.А. Первый опыт глубокого замораживания спермы осетровых рыб / И.А. Бурцев, Е.В. Серебрякова // Труды молодых ученых ВНИРО. — 1969. — Вып. 1. — С. 94–100.

2. Воробьева, О.А. Особенности рыбоводного освоения белуги из ремонтно-маточного стада Донского осетрового завода / О.А. Воробьева, Е.В. Горбенко, С.Г. Сергеева [и др.] // Водные биоресурсы и среда обитания. — 2023. — № 6 (3). — С. 75–86.

3. Докина, О.Б. Криоконсервация спермы осетрообразных рыб: современное состояние и перспективы / О.Б. Докина, К.В. Ковалев, Н.Д. Пронина // Рыбное хозяйство. — 2024. — № 2. — С. 110–122. — DOI 10.36038/0131-6184-2024-2-110-122.

4. Исаев, Д.A. Криоконсервация спермы осетровых рыб: текущее состояние и перспективы / Д.A. Исаев, Р.A. Шафеи // Рыбоводство и рыбное хозяйство. — 2016. — Т. 51, № 11. — С. 65–73.

5. Красильникова, А.А. Корреляция объемов внутриклеточной жидкости сперматозоидов и эндоцеллюлярного протектора в криозащитных средах для осетровых / А.А. Красильникова, А.М. Тихомиров // Естественные науки. — Астрахань: Издательский дом «Астраханский университет», 2015. — № 3 (52). — С. 96–102.

6. Макеева, А.П. Эмбриология рыб / А.П. Макеева. — М.: Изд-во МГУ, 1992. — 216 с.

7. Пономарева, E.Н. Оптимизация процесса криоконсервации спермы осетровых рыб при использовании различных сред / E.Н. Пономарева, M.M. Богатырева, Н.A. Антонова [и др.] // Известия Самарского научного центра РАН. — 2009. — Т. 11. — С. 132–134.

8. Цветкова, Л.И. Формирование низкотемпературного генного банка спермы рыб (состояние, развитие, перспективы) / Л.И. Цветкова, Н.Д. Пронина, О.Б. Докина [и др.] // Вопросы рыболовства. — 2012. — Т. 13 (3–51) — С. 538–545.

9. Arutyunyan, I.V. Influence of sucrose on the efficiency of cryopreservation of human umbilical cord-derived multipotent stromal cells with the use of various penetrating cryoprotectants / I.V. Arutyunyan, E.Y. Kananykhina, A.V. Elchaninov [et al.] // Bulletin of Experimental Biology and Medicine. — 2021. — Vol. 171 (1). — P. 150–155. — DOI 10.1007/ s10517-021-05187-3.

10. Assylbekova, A.S. Optimization of the process of cryopreservation of Beluga, Huso huso semen using various cryoprotectants / A.S. Assylbekova, K.N. Syzdykov, G.K. Barinova [et al.] // Caspian Journal of Environmental Sciences. — 2024. — Vol. 22. — P. 1183–1189. — DOI 10.22124/CJES.2024.7547.

11. Bhattacharya, M.S. A review on cryoprotectant and its modern implication in cryonics / M.S. Bhattacharya // Asian Journal of Pharmaceutics. — 2016. — Vol. 10. — P. 154–159. — DOI 10.22377/ajp.v10i3.721.

12. Chandra, G. Trends in aquaculture and conservation of sturgeons: a review of molecular and cytogenetic tools / G. Chandra, D. Fopp-Bayat // Reviews in Aquaculture. — 2020. — Vol. 13 (1). — P. 119–137.

13. Cherepanov, V.V. Cryopreservation and low temperature storage of sturgeon sperm / V.V. Cherepanov, E.F. Kopeika // Journal of Applied Ichthyology. — 1999. — Vol. 15 (4-5). — P. 310–311.

14. Chebanov, M.S. Sturgeon hatchery manual / M.S. Chebanov, E.V. Galich // FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper. — 2013. — Vol. 558. — Ankara: Turkish. — 303 р.

15. Dzuba, B.B. Relationship between the changes in cellular volume of fish spermatozoa and their cryoresistance / B.B. Dzuba, E.F. Kopeika // Cryo Letters. — 2002. — Vol. 23 (6). — P. 353–360.

16. Ekpo, M.D. Strategies in developing dimethyl sulfoxide (DMSO)-free cryopreservation protocols for biotherapeutics / M.D. Ekpo, G.F. Boafo, J. Xie [et al.] // Frontiers in Immunology. — 2022. — Vol. 13, 1030965. — DOI 10.3389/fimmu.2022.1030965.

17. Gallego, V. Sperm motility in fish: technical applications and perspectives through CASA-Mot systems / V. Gallego, J.F. Asturiano // Reproduction, Fertility and Development. — 2018. — Vol. 30 (6). — P. 820–832. — DOI 10.1071/RD17460.

18. Kharasch, N. Structural basis for biological activities of dimethyl sulfoxide / N. Kharasch, B.S. Thyagarajan // Annals of the New York Academy of Sciences. — 1983. — Vol. 411. — P. 391–402.

19. Kirilenko, I.A. Glass formation in the Mg(CH3 COO)2 –(CH3 ) 2 SO–H2 O system and the preparation of the low-toxicity cryoprotector / I.A. Kirilenko, E.G. Tarakanova, A.V. Mayorov, L.I. Demina [et al.] // Journal of Non-Crystalline Solids. — 2022. — Vol. 594. 121825. — DOI 10.1016/j.jnoncrysol.2022.121825.

20. Kodzik, N. Cryoprotectant-specific alterations in the proteome of Siberian sturgeon spermatozoa induced by cryopreservation / N. Kodzik, A. Ciereszko, S. Judycka [et al.] // Scientific Reports. — 2024. — Vol. 14, 17707. — DOI 10.1038/s41598-024-68395-7.

21. Kolyada, M.N. Oxidative stress and cryoresistance of sturgeon sperm: a review / M.N. Kolyada, V.P. Osipova, Yu.T. Pimenov // Cryobiology. — 2023. — Vol. 113. 104594. — DOI 10.1016/j.cryobiol.2023.104594.

22. Krasilnikova, A.A. Universal method of selecting a concentration of penetrating cryoprotectants during cryopreservation of fish sperm / A.A. Krasilnikova, A.M. Tikhomirov // World Aquaculture. — 2015. Jeju, Korea, May 26 — 30, 2015. Meeting Abstract. — Р. 341.

23. Kumar, S. Anomalous viscoelastic response of water-dimethyl sulfoxide solution and a molecular explanation of non-monotonic composition dependence of viscosity / S. Kumar, S. Sarkar, B. Bagchi // Journal of Chemical Physics. — 2019. — Vol. 151 (19) 1, 94505. — DOI 10.1063/1.5126381.

24. Lahnsteiner, F. Studies on the semen biology and sperm cryopreservation in the sterlet, Acipenser ruthenus L. / F. Lahnsteiner, B. Berger, A. Horvath [et al.] // Aquaculture Research. — 2004. — Vol. 35. — Р. 519–528. — DOI 10.1111/J.1365-2109.2004.01034.X.

25. Linhartova, Z. Morphology and ultrastructure of beluga (Huso huso) spermatozoa and a comparison with related sturgeons / Z. Linhartova, M. Rodina, J. Nebesarova [et al.] // Animal Reproduction Science. — 2013. — Vol. 137 (3-4). — P. 220–229. — DOI 10.1016/j. anireprosci.2013.01.003.

26. Mohseni, M. Effects of dietary lcarnitine supplements on growth and body composition in beluga sturgeon (Huso huso) juveniles / M. Mohseni, R.O.A. Ozorio, M. Pourkazemi [et al.] // Journal of Applied Ichthyology. — 2008. — Vol. 24. — P. 646–649.

27. Psenicka, M. Acrosome staining and motility characteristics of sterlet spermatozoa after cryopreservation with use of methanol and DMSO / M. Psenicka, G.J. Dietrich, M. Wojtczak [et al.] // Cryobiology. — 2008. — Vol. 56 (3). — P. 251–253. — DOI 10.1016/j. cryobiol.2008.03.006.

28. Saber, M.H. Standardized Sperm Cryofreezing Technique for Caspian Sea Sturgeons (Huso huso, Acipenser persicus, Acipenser stellatus, Acipenser nudiventris) / M.H. Saber, Y. Bozkurt // Genetics of Aquatic Organisms. — 2024. — Vol. 8 (2), GA782. — DOI 10.4194/ GA782.

29. Sadeghi, A. Cryopreservation of beluga (Huso huso) sperm: Effect of different concentrations of DMSO and dilution rates on sperm mobility and motility duration after shortterm storage / A. Sadeghi, M.R. Imanpoor, V. Taghizadeh [et al.] // Global Veterinaria. — 2013. — Vol. 10. — P. 46–50. — DOI 10.5829/idosi.gv.2013.10.1.66229.

30. Sadeghi, А. Cryopreservation of Stellate (Acipenser stellatus) Sperm: Effect of Different Concentrations of DMSO and Dilution Rates on Sperm Mobility and Motility Duration After Long-Term Storage / A. Sadeghi, M.R. Imanpoor, R. Shahriari [et al.] // Global Veterinaria. — 2013. — Vol. 10 (1). — Р. 26–30. — DOI 10.5829/idosi.gv.2013.10.1.7195.

31. Shulyak, A.V. Modern aspects of the use of dimethyl sulfoxide (DMSO) / A.V. Shulyak, V.S. Goydyk, S.S. Gusakovsky [et al.] // PharmacologyOnline. — 2021. — Vol. 1. — Р. 82–89.

32. Sieme, H. Mode of action of cryoprotectants for sperm preservation / H. Sieme, H. Oldenhof, W.F. Wolkers // Animal Reproduction Science. — 2016. — Vol. 169. — C. 2–5. — DOI 10.1016/j.anireprosci.2016.02.004.

33. Smolyaninov, I.V. Catechol thioethers with physiologically active fragments: electrochemistry, antioxidant and cryoprotective activities / I.V. Smolyaninov, O.V. Pitikova, E.O. Korchagina [et al.] // Bioorganic Chemistry. — 2019. — 89. — DOI 103003, 10.1016/j. bioorg.2019.103003.

34. Vasilyeva, L.M. History, current status and prospects of sturgeon aquaculture in Russia / L.M. Vasilyeva, A.I.G. Elhetawy, N.V. Sudakova [et al.] // Aquaculture Research. — 2019. — Vol. 50. — P. 979–993. — DOI 10.1111/are.13997.

1. Burcev, I.A., Serebryakova, E.V. Pervyj opyt glubokogo zamorazhivaniya spermy osetrovyh ryb [First experience of deep freezing of sturgeon sperm]. Trudy molodyh uchenyh VNIRO, 1969, no. 1, pp. 94–100 (in Russian).

2. Vorob’eva, O.A., Gorbenko, E.V., Sergeeva, S.G., Pavlyuk, A.A., Horoshel’ceva, V.N. Peculiarities of fish farming of beluga from the broodstock of the Donskoy sturgeon plant. Aquatic Bioresources & Environment, 2023, no. 6 (3), pp. 75–86 (in Russian).

3. Dokina, O.B., Kovalev, K.V. Pronina, N.D. Kriokonservaciya spermy osetroobraznyh ryb: sovremennoe sostoyanie i perspektivy [Cryopreservation of sturgeon sperm: current status and prospects]. Fisheries, 2024, no. 2, pp. 110–122. DOI 10.36038/0131-6184-2024-2110-122 (in Russian).

4. Isaev, D.A., Shafei, R.A. Cryopreservation of sturgeon sperm: current status and prospects. Fish breeding and fisheries, 2016, no. 51 (11), pp. 65–73 (in Russian).

5. Krasil’nikova, A.A., Tihomirov, A.M. Correlation of sperm intracellular fluid volumes and endocellular protector in cryoprotective media for sturgeon. In: Estestvennye nauki. Astrahanskij universitet, 2015, no. 3 (52), pp. 96–102 (in Russian).

6. Makeeva, A.P. Fish embryology. MGU, Moscow, 1992. 216 p. (in Russian).

7. Ponomareva, E.N., Bogatyreva, M.M., Antonova, N.A., Osipova, V.P. Optimization of the process of cryopreservation of sturgeon sperm using various media. Izvestiya Samarskogo nauchnogo centra RAN, 2009, no. 11, pp. 132–134 (in Russian).

8. Cvetkova, L.I., Pronina, N.D., Dokina, O.B. et al. Formation of a low-temperature gene bank of fish sperm (status, development, prospects). Fisheries, 2012, no. 13 (3-51), pp. 538–545 (in Russian).

9. Arutyunyan, I.V., Kananykhina, E.Y., Elchaninov, A.V., Fatkhudinov, T.K. Influence of sucrose on the efficiency of cryopreservation of human umbilical cord-derived multipotent stromal cells with the use of various penetrating cryoprotectants. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 2021, vol. 171 (1), pp. 150–155. DOI 10.1007/s10517-021-05187-3.

10. Assylbekova, A.S., Syzdykov, K.N., Barinova, G.K. et al. Optimization of the process of cryopreservation of Beluga, Huso huso semen using various cryoprotectants. Caspian Journal of Environmental Sciences, 2024, vol. 22, pp. 1183–1189. DOI 10.22124/CJES.2024.7547.

11. Bhattacharya, M.S. A review on cryoprotectant and its modern implication in cryonics. Asian Journal of Pharmaceutics, 2016, vol. 10, pp. 154–159. DOI 10.22377/ajp.v10i3.7211.

12. Chandra, G., Fopp-Bayat, D. Trends in aquaculture and conservation of sturgeons: a review of molecular and cytogenetic tools. Reviews in Aquaculture, 2020, vol. 13 (1), pp. 119–137.

13. Cherepanov, V.V., Kopeika, E.F. Cryopreservation and low temperature storage of sturgeon sperm. Journal of Applied Ichthyology, 1999, vol. 15 (4-5), pp. 310–311.

14. Chebanov, M.S., Galich, E.V. Sturgeon hatchery manual. FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper, 2013, vol. 558, Ankara: Turkish. 303 р.

15. Dzuba, B.B., Kopeika, E.F. Relationship between the changes in cellular volume of fish spermatozoa and their cryoresistance. Cryo Letters, 2002, vol. 23 (6), pp. 353–360.

16. Ekpo, M.D., Boafo, G.F., Xie, J. et al. Strategies in developing dimethyl sulfoxide (DMSO)free cryopreservation protocols for biotherapeutics. Frontiers in Immunology, 2022, vol. 13, 1030965. DOI 10.3389/fimmu.2022.1030965.

17. Gallego, V., Asturiano, J.F. Sperm motility in fish: technical applications and perspectives through CASA-Mot systems. Reproduction, Fertility and Development, 2018, vol. 30 (6), pp. 820–832. DOI 10.1071/RD17460.

18. Kharasch, N., Thyagarajan, B.S. Structural basis for biological activities of dimethyl sulfoxide. Annals of the New York Academy of Sciences, 1983, vol. 411, pp. 391–402.

19. Kirilenko, I.A., Tarakanova, E.G., Mayorov, A.V. et al. Glass formation in the Mg(CH3 COO)2 – (CH3 ) 2 SO–H2 O system and the preparation of the low-toxicity cryoprotector. Journal of Non-Crystalline Solids, 2022, vol. 594, 121825. DOI 10.1016/j.jnoncrysol.2022.121825.

20. Kodzik, N., Ciereszko, A., Judycka, S. et al. Cryoprotectant-specific alterations in the proteome of Siberian sturgeon spermatozoa induced by cryopreservation. Scientific Reports, 2024, vol. 14, 17707. DOI 10.1038/s41598-024-68395-7.

21. Kolyada, M.N., Osipova, V.P., Pimenov, Yu.T. Oxidative stress and cryoresistance of sturgeon sperm: a review. Cryobiology, 2023, vol. 113, 104594. DOI 10.1016/j.cryobiol.2023.104594.

22. Krasilnikova, A.A., Tikhomirov, A.M. Universal method of selecting a concentration of penetrating cryoprotectants during cryopreservation of fish sperm. World Aquaculture, 2015, Jeju, Korea, May 26–30, 2015, Meeting Abstract, pр. 341.

23. Kumar, S., Sarkar, S., Bagchi, B. Anomalous viscoelastic response of water-dimethyl sulfoxide solution and a molecular explanation of non-monotonic composition dependence of viscosity. Journal of Chemical Physics, 2019, vol. 151 (19), pp. 194505. DOI 10.1063/1.5126381.

24. Lahnsteiner, F., Berger, B., Horvath, A., Urbanyi, B. Studies on the semen biology and sperm cryopreservation in the sterlet, Acipenser ruthenus L. Aquaculture Research, 2004, vol. 35, pp. 519–528. DOI 10.1111/J.1365-2109.2004.01034.X.

25. Linhartova, Z.,Rodina, M., Nebesarova, J. et al. Morphology and ultrastructure of beluga (Huso huso) spermatozoa and a comparison with related sturgeons. Animal Reproduction Science, 2013, vol. 137 (3-4), pp. 220–229. DOI 10.1016/j.anireprosci.2013.01.003.

26. Mohseni, M., Ozorio, R.O.A., Pourkazemi, M., Bai, S.C. Effects of dietary lcarnitine supplements on growth and body composition in beluga sturgeon (Huso huso) juveniles. Journal of Applied Ichthyology, 2008, vol. 24, pp. 646–649.

27. Psenicka, M., Dietrich, G.J., Wojtczak, M. et al. Acrosome staining and motility characteristics of sterlet spermatozoa after cryopreservation with use of methanol and DMSO. Cryobiology, 2008, vol. 56 (3), pp. 251–253. DOI 10.1016/j.cryobiol.2008.03.006.

28. Saber, M.H., Bozkurt, Y. Standardized Sperm Cryofreezing Technique for Caspian Sea Sturgeons (Huso huso, Acipenser persicus, Acipenser stellatus, Acipenser nudiventris). Genetics of Aquatic Organisms, 2024, vol. 8 (2), GA782. DOI 10.4194/GA782.

29. Sadeghi, A., Imanpoor, M.R., Taghizadeh, V., Shaluei, F.Cryopreservation of beluga (Huso huso) sperm: Effect of different concentrations of DMSO and dilution rates on sperm mobility and motility duration after short-term storage. Global Veterinaria, 2013, vol. 10, pp. 46–50. DOI 10.5829/idosi.gv.2013.10.1.66229.

30. Sadeghi, А., Imanpoor, M.R., Shahriari, R. et al. Cryopreservation of Stellate (Acipenser stellatus) Sperm: Effect of Different Concentrations of DMSO and Dilution Rates on Sperm Mobility and Motility Duration After Long-Term Storage. Global Veterinaria, 2013, vol. 10 (1), pp. 26–30. DOI 10.5829/idosi.gv.2013.10.1.7195.

31. Shulyak, A.V., Goydyk, V.S., Gusakovsky, S.S. et al. Modern aspects of the use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Pharmacology Online, 2021, vol. 1, pp. 82–89.

32. Sieme, H., Oldenhof, H., Wolkers, W.F. Mode of action of cryoprotectants for sperm preservation. Animal Reproduction Science, 2016, vol. 169, pp. 2–5. DOI 10.1016/j.anireprosci.2016.02.004.

33. Smolyaninov, I.V., Pitikova, O.V., Korchagina, E.O. et al. Catechol thioethers with physiologically active fragments: electrochemistry, antioxidant and cryoprotective activities. Bioorganic Chemistry, 2019, vol. 89. DOI 10.1016/j.bioorg.2019.103003.

34. Vasilyeva, L.M., Elhetawy, A.I.G., Sudakova, N.V., Astafyeva, S.S. History, current status and prospects of sturgeon aquaculture in Russia. Aquaculture Research, 2019, vol. 50, pp. 979–

993. DOI 10.1111/are.13997.

В настоящее время в условиях снижения репродукционного потенциала оставшихся в природе единичных популяций белуги единственным способом сохранения генофонда данных исчезающих реликтовых рыб является искусственное воспроизводство [34]. Из-за быстрого роста, высокой выживаемости при воспроизводстве в неволе, высокой экономической ценности ее вкусного мяса и высококачественной икры [26] белуга является одним из наиболее привлекательных видов семейства Acipenseridae для аквакультуры, но из-за крупных размеров и длительного жизненного цикла данный вид осетровых считается проблемным объектом заводского осетроводства [2].

Перспективным способом сохранения генофонда реликтовых рыб является криоконсервация спермы, которая также выполняет важную роль в оптимизации использования сперматозоидов в аквакультуре, транспортировке генетического материала между объектами, снижении риска распространения инфекций[12]. На сегодняшний день технологии криоконсервации спермы осетровых из-за низкой криорезистентности репродуктивных клеток, как правило, остаются экспериментальными разработками [4]. На этапах замораживания-оттаивания сперматозоиды осетровых значительно повреждаются, что обусловлено чувствительностью спермы к окислительным повреждениям [21], к изменениям осмотического давления в ходе криоконсервации [15]. Выживаемость дефростированных сперматозоидов после низкотемпературного замораживания в значительной степени определяется составом криозащитной среды, в том числе выбором криопротектора и его концентрацией. Широко используемым протектором при криоконсервации спермы осетровых является диметилсульфоксид (ДМСО) [13], который относится к проникающим криопротекторам, способным проникать в клетку и, гидратируясь молекулами воды, увеличивать вязкость раствора, что приводит к уменьшению образования кристаллов льда [32]. Криозащитные агенты необходимы для снижения повреждений сперматозоидов при криоконсервации, но установлены факты их токсического действия на репродуктивные клетки рыб, в том числе на спермии осетровых [27]. Известно о применении ДМСО не только как криопротектора, но и как растворителя различных гидрофобных органических соединений [31], в том числе антиоксидантов, применяемых для повышения криорезистентности половых клеток. При внесении данных соединений в базовые криосреды для снижения уровня окислительного стресса в репродуктивных клетках при криоконсервации необходимо учитывать увеличение реальной концентрации ДМСО в криозащитной среде, приводящей к повышению риска их повреждающего действия. В связи с этим актуальны исследования по влиянию возрастающих концентраций данного криопротектора в криосреде на параметры подвижности спермы осетровых.

Для Цитирования:
А.Д. Колумбет, М.Н. Коляда, В.П. Осипова, Е.Н. Пономарева, В.Ф. Зайцев, Влияние различных концентраций ДМСО на параметры подвижности спермы белуги. Рыбоводство и рыбное хозяйство. 2025;5.
Полная версия статьи доступна подписчикам журнала
Язык статьи:
Действия с выбранными: