По всем вопросам звоните:

+7 495 274-22-22

УДК: 639.3 DOI:10.33920/sel-09-2512-03

Оценка качества потомства осетровых рыб, полученного с использованием криоконсервированной спермы

Елена Николаевна Пономарева доктор биологических наук, главный научный сотрудник, заведующая отделом водных биологических ресурсов бассейнов южных морей, ФИЦ «Южный научный центр Российской академии наук», Россия, 344006, г. Ростов-на-Дону, пр. Чехова, д. 41, E-mail: kafavb@mail.ru, ORCID: 0000-0002-6220-125X, SPIN: 4917-1435
Марина Николаевна Сорокина кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, ФИЦ «Южный научный центр Российской академии наук», Россия, 344006, г. Ростов-на-Дону, пр. Чехова, д. 41, E-mail: kafavb@mail.ru, ORCID: 0000-0002-1094-0480, SPIN: 1850-7215
Вадим Алексеевич Григорьев кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, заведующий лабораторией, ФИЦ «Южный научный центр Российской академии наук» (Россия, 344006, г. Ростов-на-Дону, пр. Чехова, д. 41, E-mail: kafavb@mail.ru), Астраханский государственный технический университет (Россия, Астрахань), ORCID: 0000-0002-3262-4198, SPIN: 7185-4077
Матвей Викторович Коваленко кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, ФИЦ «Южный научный центр Российской академии наук», Россия, 344006, г. Ростов-на-Дону, пр. Чехова, д. 41, E-mail: kafavb@mail.ru, ORCID: 0000-0002-0954-742X, SPIN: 5597-1426
Ангелина Валерьевна Теплякова кандидат биологических наук, научный сотрудник, ФИЦ «Южный научный центр Российской академии наук» (Россия, 344006, г. Ростов-на-Дону, пр. Чехова, д. 41), Астраханский государственный технический университет (Россия, Астрахань), E-mail: firsovaangelina1991@mail.ru, ORCID: 0000-0001-9227-3206, SPIN 5540-2884
Абубакар Мохамед Силла аспирант, ФГБОУ ВО «АГТУ», Россия, г. Астрахань, ул. Татищева, д. 16, E-mail: mohamednyoula@gmail.com, SPIN: 8734-1333

Представлены результаты оценки качества потомства стерляди, полученного по традиционной технологии и с использованием криоконсервированной спермы. Результаты проведенных исследований выявили различия в поведении молоди стерляди. В тесте «открытое поле» рыбы из опытной группы показали увеличение ориентировочной активности на 8,74% и статистически значимое (Р ≤ 0,05) увеличение фоновой двигательной активности на 32,01% по сравнению с контрольной группой. Воздействие низкочастотных звуковых раздражителей привело к росту двигательной активности в обеих группах. Контрольная группа продемонстрировала более выраженное увеличение (на 33,9%) по сравнению с экспериментальной (18,51%) относительно их фонового уровня. Анализ соотношения ориентировочной и фоновой активности (уровня активации) показал, что у контрольной группы этот показатель был на 24,24% выше. Предполагается, что это связано с более активной реакцией рыб экспериментальной группы на новую среду. При воздействии низкочастотным звуком реактивность контрольной группы оказалась на 19,19% выше, чем у опытной. Однако при воздействии ярким светом наблюдалось противоположное явление: снижение реактивности на 30,15% в контрольной группе и на 3,72% в экспериментальной. При длительном световом стимуле реактивность контрольной группы возросла на 27,22% по сравнению с реакцией на короткий свет. В то же время у молоди экспериментальной группы наблюдалось дальнейшее снижение реактивности, что свидетельствует о стабилизации ее состояния и возвращении к исходному уровню двигательной активности. Рыбы опытной группы проявляли большую устойчивость к повышенной температуре и солености.

Литература:

1. Белая, М.М. Сохранение биоразнообразия ценных видов рыб методами низкотемпературного консервирования / М.М. Белая // Современные рыбные ресурсы и аквакультура в Азово-Черноморском бассейне: сборник совместных публикаций сотрудников ЮНЦ РАН и ДГТУ. — Ростов-на-Дону, 2020. — С. 250–253.

2. Козлова, Н.В. Результаты выращивания севрюги (Acipenser stellatus), полученной с использованием криоконсервированной спермы / Н.В. Козлова, О.В. Пятикопова, Е.П. Яковлева [и др.] // Рыбное хозяйство. — 2025 — № 1 (4). — С. 129–137. — DOI 10.36038/0131-6184-2025-4-129-137.

3. Красильникова, А.А. Получение жизнеспособной молоди русского осетра (Acipenser gueldenstaedtii) при использовании криоконсервированной спермы и оценка поведенческих реакций у криопотомства / А.А. Красильникова, А.М. Тихомиров // Сельскохозяйственная биология. — 2018. — Т. 53, № 4. — С. 762–768. — DOI 10.15389/ agrobiology.2018.4.762rus.

4. Лукьяненко, В.И. Возрастно-весовой стандарт заводской молоди каспийских осетровых: экспериментальное обоснование / В.И. Лукьяненко, Р.Ю. Касимов, А.А. Кокоза. — Волгоград: ИБВВ АН СССР, 1984. — 229 с.

5. Никоноров, С.И. Эколого-генетические проблемы искусственного воспроизводства осетровых и лососевых рыб / С.И. Никоноров, Л.В. Витвицкая. — М.: Наука, 1993. — 254 с.

6. Пономарева, Е.Н. Использование криоконсервированной спермы для формирования маточного стада стерляди / Е.Н. Пономарева, А.Н. Неваленный, М.М. Белая [и др.] // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. — 2017. — № 4. — С. 118–127. — DOI 10.24143/2073-5529-2017-4-118-127.

7. Пономарева, Е.Н. Оценка действия пробиотических препаратов антиоксидантного и ферментативного действия на основе штамма Bacillus subtilis на рост и физиологическое состояние рыб / Е.Н. Пономарева, М.Н. Сорокина, В.А. Григорьев [и др.] // Вестник НГАУ. — 2024. — № 4 (73). — С. 250–264. — DOI 10.31677/2072-6724-2024-734-250-264.

8. Савушкина, С.И. Выращивание рыбопосадочного материала, полученного с использованием криоконсервированной спермы / С.И. Савушкина // Рациональное использование пресноводных экосистем — перспективное направление реализации национального проекта «Развитие АПК»: материалы научно-практической конференции, Москва, 17–19 декабря 2007 года. — М.: Россельхозакадемия, 2007. — С. 303–305.

9. Савушкина, С.И. Искусственное воспроизводство осетровых рыб с использованием криотехнологий / С.И. Савушкина // Состояние и перспективы развития пресноводной аквакультуры: доклады Международной научно-практической конференции, Москва, ВВЦ, 5–6 февраля 2013 года. — М.: РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева, 2013. — С. 429–440.

10. Цветкова, Л.И. Формирование низкотемпературного генного банка спермы рыб (состояние, развитие, перспективы) / Л.И. Цветкова, Н.Д. Пронина, О.Б. Докина [и др.] // Вопросы рыболовства. — 2012. — Т. 13, № 3 (51). — С. 538–545.

11. Чебанов, М.С. Руководство по искусственному воспроизводству осетровых рыб / М.С. Чебанов, Е.В. Галич. — Анкара: Технич. доклад ФАО по рыбному хозяйству, 2013. — 325 с.

12. Яковлева, Е.П. Оценка потомства белуги, полученного с использованием криоконсервированной спермы, для сохранения и селекции вида / Е.П. Яковлева, Н.В. Козлова, О.В. Пятикопова [и др.] // Вопросы рыболовства. — 2025. — Т. 26, № 2. — С. 139–148. — DOI 10.36038/0234-2774-2025-26-2-139-148.

13. Akter, S. Growth and survival of olive barb, Puntius sarana (Hamilton 1822) larvae produced with cryopreserved versus fresh sperm / S. Akter et al. // Aquaculture Research. — DOI 2014.47.10.1111/are.12484.

14. Bernáth, G. Large-scale cryopreservation affects sperm characteristics and hatching rate but not growth, malformation and survival rate in chub (Squalius cephalus) larvae / G. Bernáth, B. Nagy, T. Bartucz [et al.] // Aquaculture. — 2025. — Vol. 602. — P. 742362. — DOI 10.1016/j.aquaculture.2025.742362.

15. Bobe, J. Egg and Sperm Quality in Fish / J. Bobe, C. Labbé // General and Comparative Endocrinology. — 2010. — Vol. 165. — № 3. — P. 535–548. — DOI 10.1016/j.ygcen.2009.02.011.

16. Diwan, A. Cryopreservation of fish gametes and embryos / A. Diwan, S. Ayyappan, K. Lal, W. Lakra, Wazir // Indian Journal of Animal Sciences. — 2010. — Vol. 80. — P. 109–124.

17. Figueroa, E. Influence of Dietary Fatty Acids on Fish Sperm Tolerance to Cryopreservation / E. Figueroa et al. // Reviews in Aquaculture. — 2024. — DOI 17.10.1111/raq.12968.

18. Gould, T.D. The open field test. In Mood and Anxiety Related Phenotypes in Mice / T.D. Gould, D.T. Dao, C.E. Kovacsics. — Humana Press: Totowa, NJ, USA, 2009. — Р. 1–20.

19. Herráez, M.P. Paternal Contribution to Development: Sperm Genetic Damage and Repair in Fish / M.P. Herráez et al. // Aquaculture. — 2017. — Vol. 472. — P. 45–59. — DOI 10.1016/j.aquaculture.2016.03.007.

20. Kulikov, A.V. Automated measurement of spatial preference in the open field test with transmitted lighting / A.V. Kulikov, M.A. Tikhonova, V.A. Kulikov // J. Neurosci. Methods. — 2008. — Vol. 170. — P. 345–351.

21. Mello, F. The Effect of Cryoprotectant Agents on DNA Methylation Patterns and Progeny Development in the Spermatozoa of Colossoma macropomum / F. Mello et al. // General and Comparative Endocrinology. — 2017. — Vol. 245. — P. 94–101. — DOI 10.1016/j.ygcen.2016.06.003.

22. Nusbaumer, D. Sperm cryopreservation reduces offspring growth / D. Nusbaumer, L. Marques da Cunha, C. Wedekind // Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. — 2019. — Vol. 286. — DOI 20191644.10.1098/rspb.2019.1644.

23. Scatterty, K.R. Zebrafish aversion to infrasound in an open field test / K.R. Scatterty, T. Pitman, T. Eckersley [et al.] // Front. Behav. Neurosci. — 2023. — DOI 16:1019368. DOI 10.3389/fnbeh.2022.1019368.

24. Tamut, H. Semen characteristics and optimisation of sperm cryopreservation protocol of a commercially important minor carp Labeo gonius (Hamilton, 1822) / H. Tamut et al. // Indian Journal of Fisheries. — 2025. — Vol. 72. — P. 114–120. — DOI 10.21077/ ijf.2025.72.1.152786-15.

1. Belaya, M.M. Preservation of Biodiversity of Valuable Fish Species by Low-Temperature Preservation Methods. In: Sovremennye rybnye resursy i akvakul’tura v Azovo-Chernomorskom basseine: sbornik sovmestnykh publikatsii sotrudnikov YuNTs RAN i DGTU. Rostov-on-Don, 2020, рр. 250–253 (in Russian).

2. Kozlova, N.V., Pyatikopova, O.V., Yakovleva, E.P., Nikitin, F.I. Results of growing stellate sturgeon (Acipenser stellatus) obtained using cryopreserved sperm. Fisheries, 2025, no. 1 (4), pp. 129–137. DOI 10.36038/0131-6184-2025-4-129-137 (in Russian).

3. Krasil’nikova, A.A., Tikhomirov, A.M. Obtaining viable Russian sturgeon (Acipenser gueldenstaedtii) juveniles using cryopreserved sperm and assessing behavioral responses in cryopuppies. Agricultural Sciences, 2018, vol. 53, no. 4, рр. 762–768. DOI 10.15389/ agrobiology.2018.4.762rus (in Russian).

4. Luk’yanenko, V.I., Kasimov, R.Yu., Kokoza, A.A. Age and weight standard of the breeder juveniles of the Caspian Sea otters: experimental substantiation. IBVV AN SSSR, Volgograd, 1984. 229 р. (in Russian).

5. Nikonorov, S.I., Vitvitskaya, L.V. Ecological and genetic problems of artificial reproduction of sturgeon and salmon fish. Nauka, Moscow, 1993. 254 р. (in Russian).

6. Ponomareva, E.N., Nevalennyi, A.N., Belaya, M.M. et al. The use of cryopreserved sperm for the formation of a sterlet brood. Bulletin of AGTU. Ser. Fisheries, 2017, no. 4, рр. 118–127. DOI 10.24143/2073-5529-2017-4-118-127 (in Russian).

7. Ponomareva, E.N., Sorokina, M.N., Grigor’ev, V.A. et al. Evaluation of the effect of probiotic preparations of antioxidant and enzymatic action based on the Bacillus subtilis strain on the growth and physiological state of fish. Vestnik NGAU, 2024, no. 4 (73), pp. 250–264. DOI 10.31677/2072-6724-2024-73-4-250-264 (in Russian).

8. Savushkina, S.I. Growing fish seedlings obtained using cryopreserved sperm. In: Ratsional’noe ispol’zovanie presnovodnykh ekosistem — perspektivnoe napravlenie realizatsii natsional’nogo proekta «Razvitie APK»: materialy nauchno-prakticheskoi konferentsii, Moscow, December 17-19, 2007. Rossel’khozakademiya, Moscow, 2007, pp. 303–305 (in Russian).

9. Savushkina, S.I. Artificial reproduction of sturgeon fish using cryotechnology. In: The state and prospects of freshwater aquaculture development: reports of the international scientific and practical conference, Moscow, All-Russian Exhibition Center, February 5–6, 2013. RGAU-MSHA, Moscow, 2013, pp. 429–440 (in Russian).

10. Tsvetkova, L.I., Pronina, N.D., Dokina, O.B. et al. Formation of a low-temperature gene bank of fish sperm (status, development, and prospects). Problems of Fisheries, 2012, vol. 13, no. 3 (51), рр. 538–545 (in Russian).

11. Chebanov, M.S., Galich, E.V. Guidelines on artificial reproduction of sturgeon. Food and Agriculture Organization of the United Nations, Ankara, FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper, 2013. 325 p. (in Russian).

12. Yakovleva, E.P., Kozlova, N.V., Pyatikopova, O.V., Nikitin, F.I. Evaluation of beluga progeny obtained using cryopreserved sperm for conservation and breeding of the species. Problems of Fisheries, 2025, vol. 26, no. 2, pp. 139–148. DOI 10.36038/0234-2774-2025-26-2139-148 (in Russian).

13. Akter, S. et al. Growth and survival of olive barb, Puntius sarana (Hamilton 1822) larvae produced with cryopreserved versus fresh sperm. Aquaculture Research. DOI 2014.47.10.1111/are.12484.

14. Bernáth, G., Nagy, B., Bartucz, T. et al. Large-scale cryopreservation affects sperm characteristics and hatching rate but not growth, malformation and survival rate in chub (Squalius cephalus) larvae. Aquaculture, 2025, vol. 602, pp. 742362. DOI 10.1016/j.aquaculture.2025.742362.

15. Bobe, J., Labbé, C. Egg and Sperm Quality in Fish. General and Comparative Endocrinology, 2010, vol. 165, no. 3, pp. 535–548. DOI 10.1016/j.ygcen.2009.02.011.

16. Diwan, A., Ayyappan, S., Lal, K., Lakra, W. Cryopreservation of fish gametes and embryos. Indian Journal of Animal Sciences, 2010, vol. 80, pp. 109–124.

17. Figueroa, E. et al. Influence of dietary fatty acids on fish sperm tolerance to cryopreservation. Reviews in Aquaculture, 2024. DOI 17.10.1111/raq.12968.

18. Gould, T.D., Dao, D.T., Kovacsics, C.E. The open field test. In Mood and Anxiety Related Phenotypes in Mice. Humana Press, Totowa, NJ, USA, 2009, pp. 1–2.

19. Herráez, M.P. et al. Paternal contribution to development: sperm genetic damage and repair in fish. Aquaculture, 2017, vol. 472, pp. 45–59. DOI 10.1016/j.aquaculture.2016.03.007.

20. Kulikov, A.V., Tikhonova, M.A., Kulikov, V.A. Automated measurement of spatial preference in the open field test with transmitted lighting. J. Neurosci. Methods, 2008, vol. 170, pp. 345–351.

21. Mello, F. et al. The effect of cryoprotectant agents on DNA methylation patterns and progeny development in the spermatozoa of colossoma macropomum. General and Comparative Endocrinology, 2017, vol. 245, pp. 94–101. DOI 10.1016/j.ygcen.2016.06.003.

22. Nusbaumer, D., Marques da Cunha, L., Wedekind, C. Sperm cryopreservation reduces offspring growth. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 2019, vol. 286. DOI 20191644.10.1098/rspb.2019.1644.

23. Scatterty, K.R., Pitman, T., Eckersley, T. et al. Zebrafish aversion to infrasound in an open field test. Front. Behav. Neurosci., 2023, vol. 16, pр. 1019368. DOI 10.3389/fnbeh.2022.1019368.

24. Tamut, H. et al. Semen characteristics and optimisation of sperm cryopreservation protocol of a commercially important minor carp Labeo gonius (Hamilton, 1822). Indian Journal of Fisheries, 2025, vol. 72, pp. 114–120. DOI 10.21077/ijf.2025.72.1.152786-15.

Криоконсервация спермы рыб имеет множество потенциальных применений, одно из главных — сохранение исчезающих видов рыб путем создания банков резервного генетического материала для искусственного разведения. Это процесс, при котором клетки сохраняются путем охлаждения до низких температур, обычно до –196 °C. При таких температурах биологическая активность, включая биохимические реакции, приводящие к гибели клеток, эффективно подавляется. Клетки остаются жизнеспособными, а их структура и функциональность поддерживаются в неактивном метаболическом состоянии, что позволяет хранить их неопределенно долгое время [16; 24].

Несмотря на преимущества, процесс криоконсервации может вызывать повреждения, влияющие на качество сперматозоидов и жизнеспособность потомства [17]. Могут отмечаться обширные клеточные и молекулярные повреждения, которые еще не полностью изучены, приводящие к снижению качества спермы и увеличению частоты эмбриональных аномалий [19; 21]. Оценку качества спермы можно проводить по различным критериям, включая подвижность, pH семенной плазмы, состав и стабильность мембраны, ферментативную активность и целостность ДНК [15]. Классическим методом оценки эффективности криоконсервации является анализ подвижности размороженных спермиев и определение процента оплодотворения икры этой спермы в сравнении с нативной. В большинстве исследований оплодотворение икры и вылупление личинок считаются конечным критерием оценки протокола криоконсервации. Однако перед использованием консервированной спермы для искусственного воспроизводства и пополнения естественных запасов рыб необходимо изучить показатели роста и выживаемости криопотомства, чтобы сопоставить с нативной спермой. В исследованиях показано отсутствие различий в оплодотворении, росте и выживаемости личинок из криоконсервированной спермы по сравнению с нативной спермой [13; 14].

Проведение серии опытов по выращиванию молоди карпа по специально разработанной программе с использованием общего контроля на протяжении ряда лет показало преимущества потомков, полученных с помощью криоконсервированной спермы, по устойчивости к неблагоприятным условиям (соленость воды от 1 до 5%, температура воды 12–13 и 35–37 °С, острая и хроническая гипоксия, воздействие гексахлорциклогексана) по сравнению с контролем [10].

Для Цитирования:
Елена Николаевна Пономарева, Марина Николаевна Сорокина, Вадим Алексеевич Григорьев, Матвей Викторович Коваленко, Ангелина Валерьевна Теплякова, Абубакар Мохамед Силла, Оценка качества потомства осетровых рыб, полученного с использованием криоконсервированной спермы. Рыбоводство и рыбное хозяйство. 2025;12.
Полная версия статьи доступна подписчикам журнала
Язык статьи:
Действия с выбранными: