По всем вопросам звоните:

+7 495 274-22-22

УДК: 639.3.05 DOI:10.33920/sel-09-2510-02

Особенности гаметогенеза и современные методы гормональной стимуляции рыб в аквакультуре: обзор

Анастасия Сергеевна Мамонова заведующая лабораторией воспроизводства объектов аквакультуры, старший научный сотрудник, Всероссийский научно-исследовательский институт интегрированного рыбоводства — филиал федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный исследовательский центр животноводства — ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста» (ВНИИР), Россия, 142460, Московская область, Ногинский район, пос. имени Воровского, ул. Сергеева, д. 24, E-mail: mamonova84@gmail.com, ORCID: 0000-0002-8836-4612, SPIN: 8675-8269
Анна Александровна Белоус канд. биол. наук, директор Всероссийского научно-исследовательского института интегрированного рыбоводства — филиала федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный исследовательский центр животноводства — ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста» (ВНИИР), Россия, 142460, Московская область, Ногинский район, пос. имени Воровского, ул. Сергеева, д. 24, E-mail: belousa663@gmail.com, ORCID: 0000-0001-7533-4281, SPIN: 2717-0957

Аквакультура является самой быстрорастущей отраслью производства продуктов питания и становится жизненно важным компонентом мировой экономики, позволяющим обеспечить продовольственную безопасность. Рыбу часто выращивают в замкнутых пространствах, таких как пруды, садки или установки замкнутого водоснабжения, с целью максимального увеличения продукции на единицу площади. В то же время у многих видов рыб, выращиваемых в условиях рыбоводных заводов, наблюдаются нарушения репродуктивной функции. Эти проблемы снижают эффективность производства аквакультуры. В некоторых случаях для обеспечения нормального нереста достаточно манипулировать факторами окружающей среды, такими как температура, фотопериод, соленость и др. Однако многим рыбам для созревания половых продуктов и последующего нереста требуются гормональные манипуляции. Целью данного обзора стало изучение гормонального регулирования гаметогенеза рыб, а также основных методов стимуляции производителей в заводских условиях. В работе проанализированы основные проблемы аквакультурного производства, связанные с недостаточным количеством половых продуктов и низким качеством маточного поголовья. Исследование раскрывает механизмы гормональной регуляции репродуктивной системы рыб через ось мозг — гипофиз — гонады, включая роль гонадотропин-рилизинг-гормона (ГнРГ), фолликулостимулирующего (ФСГ) и лютеинизирующего (ЛГ) гормонов и основные этапы гаметогенеза производителей. Особое внимание уделено методам гормональной стимуляции созревания рыб, включая применение экстрактов гипофиза, хорионического гонадотропина человека (хГЧ), синтетических аналогов гонадотропин-рилизинг-гормона, а также инновационным системам доставки гормонов с пролонгированным действием. Перспективы дальнейших исследований связаны с изучением безопасности и оптимизации применения гормональных препаратов в аквакультуре.

Литература:

1. Гербильский, H.Л. Метод гипофизарных инъекций и его роль в рыбоводстве / Н.Л. Гербильский // Сб. статей лаб. динамики развития организма и основ рыболовства. — Л.: ЛГУ, 1941. — С. 5–26.

2. Любомирова, В.Н. Сравнительная оценка гормональных индукторов искусственного нереста самок африканского клариевого сома / В.Н. Любомирова, Т.М. Шленкина, Л.Ю. Ракова, Ю.В. Фаткудинова // Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. — 2020. — № 1 (49). — С. 71–78.

3. Abdel-Latif, H.M. Effects of GnRHa and hCG with or without dopamine receptor antagonists on the spawning efficiency of African catfish (Clarias gariepinus) reared in hatchery conditions / H.M. Abdel-Latif, M. Shukry, M.F. Saad et al. // Animal Reproduction Science. — 2021. — Vol. 231: 106798.

4. Abedin, J. Back to the basics: Neuroendocrine control of reproduction / J. Abedin, Dr. K. Kalita, J. Thakuria // International Journal of Fisheries and Aquatic Studies. — 2024. — Vol. 12 (1). — P. 105–109.

5. Atencio-Garcia, V. Cryopreservation of dorada (Brycon moorei) sperm with dimethyl sulfoxide / V. Atencio-Garcia, M. Dorado-Longas, C. Montes-Petro et al. // Rev. colomb. Biotecnol. — 2017. — Vol. 19 (2). — P. 87–94.

6. Chauvigné, F. Germ-line activation of the luteinizing hormone receptor directly drives spermiogenesis in a nonmammalian vertebrate / F. Chauvigné, C. Zapater, J.M. Gasol, J. Cerdà // Proc Natl Acad Sci USA. — 2014. — Vol. 111. — P. 1427–1432.

7. Edwards, W. Complex integration of intrinsic and peripheral signaling is required for pituitary gland development / W. Edwards, L.T. Raetzman // Biol Reprod. — 2018. — Vol. 99 (3). — P. 504–513.

8. Elakkanai, P. Role of GnRH, HCG and Kisspeptin on reproduction of fishes / P. Elakkanai, T. Francis, B. Ahilan et al. // Indian Journal of Science and Technology. — 2015.— Vol. 8 (17). — P. 1–10.

9. Fallah, H.P. Role of GnRH and GnIH in paracrine/autocrine control of final oocyte maturation / H.P. Fallah, H.R. Habibi // General and Comparative Endocrinology. — 2020. — Vol. 299: 113619.

10. Filipski, M. Give a man a fishpond: Modeling the impacts of aquaculture in the rural economy / M. Filipski, B. Belton // World Development. — 2018. — Vol. 110. — P. 205–223.

11. Fontaine, R. Gonadotrope plasticity at cellular, population and structural levels: a comparison between fishes and mammals / R. Fontaine, E. Ciani, T.M. Haug et al. // Gen comp endocrinol. — 2020. — Vol. 287: 113344.

12. França, L.R. Sertoli cell structure and function in anamniote vertebrates / L.R. França, R.H. Nóbrega, R.D.V.S. Morais et al. // Sertoli Cell Biol. — 2015. — P. 385–407.

13. Ghanemi, M. Effects of Ovaprim Administration on Reproductive Parameters of Shirbot, Barbus grypus, Cyprinidae / M. Ghanemi, M. Khodadadi // Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. — 2017. — Vol. 17. — P. 1025–1030.

14. Hamwi, N. Fish breeding and diseases / N. Hamwi, A. Alsaman // Syria: University of Hama. — 2017. — 532 p.

15. Hamwi, N. Evaluation of ovulation and fecundity of common carp females (Cyprinus carpio) treated with human chorionic gonadotropin (HCG) during / N. Hamwi, H. Altajer, A. Ali // The Breeding Season. — 2021. — Vol. 43. — P. 137–150.

16. Hossain, Md. B. Comparative study of carp pituitary gland (PG) extract and synthetic hormone ovaprim used in the induced breeding of stinging catfish, heteropneustes fossilis (Siluriformes: Heteropneustidae) / Md. B. Hossain, Md. M. Rahman, Md. G. Sarwer et al. // Our Nature. — 2012. — Vol. 10. — P. 89–95.

17. Ibarra-Castro, L. Hatchery production of pacific white snook at CIAD-Unity Mazatlan Mexico / L. Ibarra-Castro, J. Navarro-Flores, J.L. Sánchez-Téllez et al. // World Aquaculture. — 2017. — Vol. 48. — P. 25–29.

18. Ina, S. Recombinant luteinizing hormone development to improve the reproductive performance of female Malaysia catfish, Hemibagrus nemurus (Vale ciennes, 1840) / S.M.Y. Ina, Z. Zulperi, A. Christianus, F.M. Yusoff // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. — 2019. — Vol. 19 (8). — P. 689–697.

19. Jerez, S. Spawning induction of first-generation (F1) greater amberjack Seriola dumerili in the Canary Islands, Spain using GnRHa delivery systems / S. Jerez, I. Fakriadis, M. Papadaki et al. // Fishes. — 2018. — Vol. 3. — P. 35.

20. Kahkesh, F.B. Effect of ovaprim, ovatide, HCG, LHRH-A2, LHRHA2+CPE and carp pituitary in benni (Barbus sharpeyi) artificial breeding / F.B. Kahkesh, M.Y. Feshalami, F. Amiri, M. Nickpey // Global Veterinaria. — 2010. — Vol. 5 (4). — P. 209–214.

21. Knowles, J. Effects of gonadotropin-releasing hormone agonist administered in microparticles on sperm quality and quantity, and plasma sex steroid levels in northern pike / J. Knowles, S. Boryshpolets, V. Kholodnyy et al. // Animal. — 2022. — Vol. 16 (1): 100430.

22. Knowles, J. Podhorec Efficacy of poly (lactic-co-glycolic acid) microparticles as a GnRHa delivery system to stimulate ovulation of peled Coregonus peled / J. Knowles, J. Vysloužil, J. Muselík et al. // Czech Journal of Animal Science. — 2021. — Vol. 66. — P. 331–338.

23. Konopelskyi, R. The effect of gonadotropic drugs of natural and synthetic origin on the reproductive parameters of tench / R. Konopelskyi, Н. Kurinenko, I. Hrytsyniak // Agrology. — 2023. — Vol. 6. — P. 27–32.

24. Kucharczyk, D. Induced spawning in perch, Perca fluviatilis L. using carp pituitary extract and HCG / D. Kucharczyk, R. Kujawa, A. Mamcarz et al. // Aquaculture Research. — 1996. — Vol. 27. — P. 847–852.

25. Kucharczyk, D. Comparison of artificial spawning effectiveness of hCG, CPH and GnRHa in combination with dopamine inhibitors in a wild strain of ide Leuciscus idus (L.) in hatchery conditions / D. Kucharczyk, J. Nowosad, E. Wyszomirska et al. // Animal Reproduction Science. — 2020. — Vol. 221. — P. 106543.

26. Kucska, B. The effects of different hormone administratio propagation successes in African catfish (Clarias gariepinus) / B. Kucska, N.N. Quyen, T. Szabo et al. // Aquaculture Reports. — 2022. — Vol. 26: 101311.

27. Kuradomi, R.Y. The effects of sGnRHa implants on Piaractus mesopotamicus female breeders. An approach addressed to aquaculture / R.Y. Kuradomi, F. Foresti, S.R. Batlouni // Aquaculture International. — 2017. — Vol. 25 (6). — P. 2259–2273.

28. Levavi-Sivan, B. Perspectives on fish gonadotropins and their receptors / B. Levavi-Sivan, J. Bogerd, E.L. Mañanós et al. // Gen Comp Endocrinol. — 2010. — Vol. 165. — P. 412–37.

29. Levavi-Sivan, B. Regulation of gonadotropin-releasing hormone (GnRH)-receptor gene expression in tilapia: Effect of GnRH and dopamine / B. Levavi-Sivan, H. Safarian, H. Rosenfeld et al. // Biology of Reproduction. — 2004. — Vol. 70 (6). — P. 1545–1551.

30. Marimuthu, K. A short review on induced spawning and seed production of African Catfish Clarias gariepinus in Malaysia / K. Marimuthu // IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. — 2019. — Vol. 348 (1): 012134.

31. Matějková, J. Sustained drug delivery system in fish and the potential for use of PLGA microparticles: a review J. / Matějková, P. Podhorec // Veterinární Medicína. — 2019. — Vol. 64. — P. 287–293.

32. Miura, T. Molecular control mechanisms of fish spermatogenesis / T. Miura, C.I. Miura // Fish Physiol. Biochem. — 2003. — Vol. 28. — P. 181–186.

33. Muñoz-Cueto, J.A. The gonadotropin-releasing hormones: Lessons from fish / J.A. Muñoz-Cueto, N. Zmora, J.A. Paullada-Salmerón et al. // General and Comparative Endocrinology. — 2020. — Vol. 291: 113422.

34. Mylonas, C.C. Broodstock management and hormonal manipulations of fish reproduction / C.C. Mylonas, A. Fostier, S. Zanuy // General and Comparative Endocrinology. — 2009. — Vol. 165. — P. 516–534.

35. Putra, W.K.A. Combination effects human chorionic gonadotropin hormon and ovaprim distribution on the time latency, percentage of fertilization, hatching and survival of silver pompano (Trachinotus blochii) larve fish / W.K.A. Putra, A. Mulah // IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. — 2019. — Vol. 278 (1): 012063.

36. Rather, M.A. Chitosan-nanoconjugated hormone nanoparticles for sustained surge of gonadotropins and enhanced reproductive output in female fish / M.A. Rather, R. Sharma, S. Gupta et al. // PloS One. — 2013. — Vol. 8: e57094.

37. Santamaria, N. Proliferation and apoptosis of male germ cells in captive Atlantic bluefin tuna (Thunnus thynnus L.) treated with gonadotropinreleasing hormone agonist (GnRHa) / N. Santamaria, M. Deflorio, M. Losurdoa et al. // Animal Reproduction Science. — 2013. — Vol. 116. — P. 3–4.

38. Shaddoud, R. Induced spawning of grass carp Ctenopharyngodon Idella, using common carp pituitary extract with domperidone / R. Shaddoud, A. Saad, M. Badran // Asian Journal of Biology. — 2023. — Vol. 17 (4). — P. 19–30.

39. Surnar, S. Hormone administration with induced spawning of Indian major carp / S. Surnar, O. Sharma, A. Kamble et al. // International Journal of Fisheries and Aquatic Studies. — 2015. — Vol. 3. — P. 1–4.

40. Szabo, T. Evaluation of the efficacy of acetone-dried common carp pituitary during induced breeding of African catfish (Clarias gariepinus) after an extremely long-term storage / T. Szabo, F. Radics, D. Borsos et al. // Aquaculture Reports. — 2023. — Vol. 33: 101762.

41. Tarońska, K. Artificial reproduction of wild and cultured barbel (Barbus barbus, Cyprinidae) under controlled conditions / K. Tarońska, D. Kucharczyk, D. Żarski et al. // Acta Veterinaria Hungarica. — 2011. — Vol. 59 (3). — P. 363–372.

42. Thönnes, M. An ex vivo Approach to Study Hormonal Control of Spermatogenesis in the Teleost Oreochromis niloticus / M. Thönnes, M. Vogt, K. Steinborn et al. // Frontiers in Endocrinology. — 2020. — Vol. 11: 443.

43. Vizziano, D. Testis development, its hormonal regulation and spermiation induction in teleost fish / D. Vizziano, A. Fostier, M. Loir, F. Le Gac. In: Alavi, S.M.H., Cosson, J., Coward, K., Rafiee, G. (Eds.). — Fish Spermatology. — Alpha Science International, Oxford, UK, 2008. — P. 103–139.

44. Yaron, Z. Spawning Induction in the Carp: Past Experience and Future Prospects — A Review / Z. Yaron, A. Bogomolnaya, S. Drori et al. // The Israeli Journal of Aquaculture — Bamidgeh. — 2009. — Vol. 61 (1). — P. 5–26.

45. Zamri, A.S. Hormone Application for Artificial Breeding Towards Sustainable Aquaculture — A Review / A.S. Zamri, Z. Zulperi, Y. Esa, F. Syukri // Pertanika J. Trop. Agric. Sci. — 2022. — Vol. 45 (4). — P. 1035–1051.

46. Zidan, S.R.S. Effect of different doses of human chorionic gonadotropin (HCG) hormone on stripping response and reproductive performance of the African catfish (Clarias gariepinus) / S.R.S. Zidan, H.H.E. Saleh, A.I. Semaida et al. // Egyptian Journal of Aquatic Biology and Fisheries. — 2020. — Vol. 24 (6). — P. 225–242.

1. Gerbil`skij, H.L. The pituitary injection method and its role in fish farming. In: Collection of lab articles. The dynamics of body development and the basics of fishing. LGU, Leningrad, 1941, pp. 5–26 (in Russian).

2. Lyubomirova, V.N., Shlenkina, T.M., Rakova, L.Yu., Fatkudinova, Yu.V. Comparative assessment of hormonal inducers of artificial spawning in African Clary catfish. Vestnik Ul`yanovskoj gosudarstvennoj sel`skoxozyajstvennoj akademii, 2020, no. 1 (49), pp. 71–78 (in Russian).

3. Abdel-Latif, H.M., Shukry, M., Saad, M.F. et al. Effects of GnRHa and hCG with or without dopamine receptor antagonists on the spawning efficiency of African catfish (Clarias gariepinus) reared in hatchery conditions. Animal Reproduction Science, 2021, vol. 231, pp. 106798.

4. Abedin, J., Kalita, Dr. K, Thakuria, J. Back to the basics: Neuroendocrine control of reproduction. International Journal of Fisheries and Aquatic Studies, 2024, vol. 12 (1), pp. 105–109.

5. Atencio-Garcia, V., Dorado-Longas, M., Montes-Petro, C. et al. Cryopreservation of dorada (Brycon moorei) sperm with dimethyl sulfoxide. Rev. colomb. Biotecnol, 2017, vol. 19 (2), pp. 87–94.

6. Chauvigné, F., Zapater, C., Gasol, J.M., Cerdà, J. Germ-line activation of the luteinizing hormone receptor directly drives spermiogenesis in a nonmammalian vertebrate. Proc Natl Acad Sci USA, 2014, vol. 111, pp. 1427–1432.

7. Edwards, W., Raetzman, L.T. Complex integration of intrinsic and peripheral signaling is required for pituitary gland development. Biol Reprod, 2018, vol. 99 (3), pp. 504–513.

8. Elakkanai, P., Francis, T., Ahilan, B. et al. Role of GnRH, HCG and Kisspeptin on reproduction of fishes. Indian Journal of Science and Technology, 2015, vol. 8 (17), рр. 1–10.

9. Fallah, H.P., Habibi, H.R. Role of GnRH and GnIH in paracrine/autocrine control of final oocyte maturation. General and Comparative Endocrinology, 2020, vol. 299: 113619.

10. Filipski, M., Belton, B. Give a man a fishpond: Modeling the impacts of aquaculture in the rural economy. World Development, 2018, vol. 110, pp. 205–223.

11. Fontaine, R., Ciani, E., Haug, T.M. et al. Gonadotrope plasticity at cellular, population and structural levels: a comparison between fishes and mammals. Gen comp endocrinol, 2020, vol. 287: 113344.

12. França, L.R., Nóbrega, R.H., Morais, R.D.V.S. et al. Sertoli cell structure and function in anamniote vertebrates. Sertoli Cell Biol, 2015, рр. 385–407.

13. Ghanemi, M., Khodadadi, M. Effects of ovaprim administration on reproductive parameters of shirbot, Barbus grypus, Cyprinidae. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 2017, vol. 17, рр. 1025–1030.

14. Hamwi, N., Alsaman, A. Fish breeding and diseases. Syria: University of Hama, 2017. 532 p.

15. Hamwi, N., Altajer, H., Ali, A. Evaluation of ovulation and fecundity of common carp females (Cyprinus carpio) treated with human chorionic gonadotropin (HCG) during. The Breeding Season, 2021, vol. 43, pp. 137–150.

16. Hossain, Md. B., Rahman, Md. M., Sarwer, Md. G. et al. Comparative study of carp pituitary gland (PG) extract and synthetic hormone ovaprim used in the induced breeding of stinging catfish, heteropneustes fossilis (Siluriformes: Heteropneustidae). Our Nature, 2012, vol. 10, pp. 89–95.

17. Ibarra-Castro, L., Navarro-Flores, J., Sánchez-Téllez, J.L. et al. Hatchery production of pacific white snook at CIAD-Unity Mazatlan Mexico. World Aquaculture, 2017, vol. 48, pp. 25–29.

18. Ina, S.M.Y., Zulperi, Z., Christianus, A., Yusoff, F.M. Recombinant luteinizing hormone development to improve the reproductive performance of female Malaysia catfish, Hemibagrus nemurus (Vale ciennes, 1840). Turk. J. Fish. Aquat. Sci., 2019, vol. 19 (8), pp. 689–697.

19. Jerez, S., Fakriadis I., Papadaki, M. et al. Spawning induction of first-generation (F1) greater amberjack Seriola dumerili in the Canary Islands, Spain using GnRHa delivery systems. Fishes, 2018, vol. 3, рр. 35.

20. Kahkesh, F.B., Feshalami, M.Y., Amiri, F., Nickpey, M. Effect of ovaprim, ovatide, HCG, LHRH-A2, LHRHA2+CPE and carp pituitary in benni (Barbus sharpeyi) artificial breeding. KahkeshGlobal Veterinaria, 2010, vol. 5 (4), pp. 209–214.

21. Knowles, J., Boryshpolets, S., Kholodnyy, V. et al. Effects of gonadotropin-releasing hormone agonist administered in microparticles on sperm quality and quantity, and plasma sex steroid levels in northern pike. Animal, 2022, vol. 16 (1), рр. 100430.

22. Knowles, J., Vysloužil, J., Muselík, J. et al. Podhorec Efficacy of poly (lactic-co-glycolic acid) microparticles as a GnRHa delivery system to stimulate ovulation of peled Coregonus peled. Czech Journal of Animal Science, 2021, vol. 66, рр. 331–338.

23. Konopelskyi, R., Kurinenko, Н., Hrytsyniak, I. The effect of gonadotropic drugs of natural and synthetic origin on the reproductive parameters of tench. Agrology, 2023, vol. 6, pp. 27–32.

24. Kucharczyk, D., Kujawa, R., Mamcarz, A. et al. Induced spawning in perch, Perca fluviatilis L. using carp pituitary extract and HCG. Aquaculture Research, 1996, vol. 27, pp. 847–852.

25. Kucharczyk, D., Nowosad, J., Wyszomirska, E. et al. Comparison of artificial spawning effectiveness of hCG, CPH and GnRHa in combination with dopamine inhibitors in a wild strain of ide Leuciscus idus (L.) in hatchery conditions. Animal Reproduction Science, 2020, vol. 221, pp. 106543.

26. Kucska, B., Quyen, N.N., Szabo, T. et al. The effects of different hormone administratio propagation successes in African catfish (Clarias gariepinus). Aquaculture Reports, 2022, vol. 26, рр. 101311.

27. Kuradomi, R.Y., Foresti, F., Batlouni, S.R. The effects of sGnRHa implants on Piaractus mesopotamicus female breeders. An approach addressed to aquaculture. Aquaculture International, 2017, vol. 25 (6), рр. 2259–2273.

28. Levavi-Sivan, B., Bogerd, J., Mañanós, E.L. et al. Perspectives on fish gonadotropins and their receptors. Gen Comp Endocrinol, 2010, vol. 165, pp. 412–37.

29. Levavi-Sivan, B., Safarian, H., Rosenfeld, H. et al. Regulation of gonadotropin-releasing hormone (GnRH)-receptor gene expression in tilapia: Effect of GnRH and dopamine. Biology of Reproduction, 2004, vol. 70 (6), pp. 1545–1551.

30. Marimuthu, K. A short review on induced spawning and seed production of African Catfish Clarias gariepinus in Malaysia. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science, 2019, vol. 348 (1), рр. 012134.

31. Matějková, J., Podhorec, P. Sustained drug delivery system in fish and the potential for use of PLGA microparticles: a review. Veterinární Medicína, 2019, vol. 64, рр. 287–293.

32. Miura, T., Miura, C.I. Molecular control mechanisms of fish spermatogenesis. Fish Physiol. Biochem., 2003, vol. 28, pp. 181–186.

33. Muñoz-Cueto, J.A., Zmora, N., Paullada-Salmerón, J.A. et al. The gonadotropin-releasing hormones: Lessons from fish. General and Comparative Endocrinology, 2020, vol. 291, рр. 113422.

34. Mylonas, C.C., Fostier, A., Zanuy, S. Broodstock management and hormonal manipulations of fish reproduction. General and Comparative Endocrinology, 2009, vol. 165, pp. 516–534.

35. Putra, W.K.A., Mulah, A. Combination effects human chorionic gonadotropin hormon and ovaprim distribution on the time latency, percentage of fertilization, hatching and survival of silver pompano (Trachinotus blochii) larve fish. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science, 2019, vol. 278 (1), рр. 012063.

36. Rather, M.A., Sharma, R., Gupta, S. et al. Chitosan-nanoconjugated hormone nanoparticles for sustained surge of gonadotropins and enhanced reproductive output in female fish. PloS One, 2013, vol. 8, pp. e57094.

37. Santamaria, N., Deflorio, M., Losurdoa, M. et al. Proliferation and apoptosis of male germ cells in captive Atlantic bluefin tuna (Thunnus thynnus L.) treated with gonadotropinreleasing hormone agonist (GnRHa). Animal Reproduction Science, 2013, vol. 116, pp. 3–4.

38. Shaddoud, R., Saad, A., Badran, M. Induced spawning of grass carp Ctenopharyngodon idella, using common carp pituitary extract with domperidone. Asian Journal of Biology, 2023, vol. 17 (4), pp. 19–30.

39. Surnar, S., Sharma, O., Kamble, A. et al. Hormone administration with induced spawning of Indian major carp. International Journal of Fisheries and Aquatic Studies, 2015, vol. 3, pp. 1–4.

40. Szabo, T., Radics, F., Borsos, D. et al. Evaluation of the efficacy of acetone-dried common carp pituitary during induced breeding of African catfish (Clarias gariepinus) after an extremely long-term storage. Aquaculture Reports, 2023, vol. 33, рр. 101762.

41. Tarońska, K., Kucharczyk, D., Żarski, D. et al. Artificial reproduction of wild and cultured barbel (Barbus barbus, Cyprinidae) under controlled conditions. Acta Veterinaria Hungarica, 2011, vol. 59 (3), рр. 363–372.

42. Thönnes, M., Vogt, M., Steinborn, K. et al. An ex vivo Approach to Study Hormonal Control of Spermatogenesis in the Teleost Oreochromis niloticus. Frontiers in Endocrinology, 2020, vol. 11, рр. 443.

43. Vizziano, D., Fostier, A., Loir, M., Le Gac, F. Testis development, its hormonal regulation and spermiation induction in teleost fish. In: Fish Spermatology. Alpha Science International, Oxford, UK, 2008, рр. 103–139.

44. Yaron, Z., Bogomolnaya, A., Drori, S. et al. Spawning induction in the carp: past experience and future prospects — a review. The Israeli Journal of Aquaculture, Bamidgeh, 2009, vol. 61 (1), pp. 5–26.

45. Zamri, A.S., Zulperi, Z., Esa, Y., Syukri, F. Hormone application for artificial breeding towards sustainable aquaculture — a review. Pertanika J. Trop. Agric. Sci, 2022, vol. 45 (4), рр. 1035–1051.

46. Zidan, S.R.S., Saleh, H.H.E., Semaida, A.I. et al. Effect of different doses of human chorionic gonadotropin (HCG) hormone on stripping response and reproductive performance of the African catfish (Clarias gariepinus). Egyptian Journal of Aquatic Biology and Fisheries, 2020, vol. 24 (6), pp. 225–242.

В течение последних трех десятилетий аквакультура была самым быстрорастущим подсектором производства продуктов питания в мире, производя более половины всей рыбы, потребляемой непосредственно человеком [10]. Одной из проблем, с которой сталкиваются в аквакультурном производстве, является недостаточное количество половых продуктов и посадочного материала вследствие низкого качества маточного поголовья, проблем, возникающих в процессе инкубации икры, скоординированного созревания самцов и самок и низкого запаса высококачественных производителей [18]. Кроме того, маточное поголовье, отловленное в дикой природе и выращенное в неволе, может быть несовместимо с условиями размножения, вызывающими дисфункцию в развитии их репродуктивной системы [30].

Для решения вышеописанных проблем наиболее эффективным решением стало применение заводского метода воспроизводства, который используется на рыбоводных хозяйствах уже более 60 лет [30; 45]. У большинства рыб, выращиваемых в условиях аквакультуры, наблюдаются те или иные нарушения репродуктивной функции. Эти нарушения, скорее всего, вызваны сочетанием стресса, вызванного пребыванием в неволе, и различий в социальных и экологических факторах между дикой и выращиваемой на фермах рыбой. Так, у самок, находящихся в неволе, часто не удается завершить созревание, овуляцию и нерест, а у самцов наблюдается снижение количества или качества сперматозоидов [49].

Процесс искусственного оплодотворения является дополнительным процессом к естественному созреванию рыбы, поскольку гормональная инъекция стимулирует завершение развития яйцеклеток внутри яичника и помогает стимулировать овуляцию и, следовательно, получить доступ к половым продуктам. Контроль окончательного созревания производителей стал очень важным практическим вопросом в аквакультуре по многим причинам, включая повышение фертильности, синхронизацию времени овуляции в большинстве нерестящихся популяций и увеличение скорости оплодотворения и выводимости потомства [8].

Для Цитирования:
Анастасия Сергеевна Мамонова, Анна Александровна Белоус, Особенности гаметогенеза и современные методы гормональной стимуляции рыб в аквакультуре: обзор. Рыбоводство и рыбное хозяйство. 2025;10.
Полная версия статьи доступна подписчикам журнала
Язык статьи:
Действия с выбранными: