По всем вопросам звоните:

+7 495 274-22-22

УДК: 617–089 DOI:10.33920/med-15-2102-04

Нейтрофильные экстрацеллюлярные ловушки: жизнь нейтрофила после смерти

Порембская Ольга Ярославна канд. мед. наук, ассистент кафедры сердечно-сосудистой хирургии, ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И. И. Мечникова», 191015, ул. Кирочная, д. 41, г. Санкт-Петербург, Россия, научный сотрудник, ФГБНУ «Институт экспериментальной медицины», 197376, ул. Акад. Павлова, д. 12, г. Санкт-Петербург, Россия, Е-mail: porembskaya@yandex.ru, https://orcid.org/0000-0003-3537-7409
Лобастов Кирилл Викторович канд. мед. наук, доцент кафедры общей хирургии, ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н. И. Пирогова» Минздрава России, 117997, г. Москва, ул. Островитянова, д. 1, врач-хирург, ГБУЗ «ГКБ № 24» Департамента здравоохранения г. Москвы, 127015, г. Москва, ул. Писцовая, д. 10, Е-mail: lobastov_kv@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-5358-7218
Кравчук Вячеслав Николаевич д-р мед. наук, профессор, заведующий кафедрой сердечно-сосудистой хирургии, ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И. И. Мечникова», 191015, ул. Кирочная, д. 41, г. Санкт-Петербург, Россия, Е-mail: kravchuk9@yandex.ru, https://orcid.org/0000-0002-6337-104X
Грицкова Ирина Владимировна канд. мед. наук, доцент кафедры общей хирургии лечебного факультета, ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н. И. Пирогова» Минздрава России, 117997, г. Москва, ул. Островитянова, д. 1, врач-хирург, ГБУЗ «ГКБ № 24» Департамента здравоохранения г. Москвы, 127015, г. Москва, ул. Писцовая, д. 10, Е-mail: vitirvan@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-2054-2873
Лаберко Леонид Александрович д-р мед. наук, профессор кафедры общей хирургии лечебного факультета, ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н. И. Пирогова» Минздрава России, 117997, г. Москва, ул. Островитянова, д. 1, директор университетской хирургической клиники, ГБУЗ «ГКБ № 24» Департамента здравоохранения г. Москвы, 127015, г. Москва, ул. Писцовая, д. 10, Е-mail: laberko@list.ru, https://orcid.org/0000-0002-5542-1502
Чесноков Михаил Шакирович ординатор кафедры сердечно-сосудистой хирургии, ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И. И. Мечникова», 191015, ул. Кирочная, д. 41, г. Санкт-Петербург, Россия, Е-mail: michael.chesnokoff @gmail.com, https://orcid.org/0000-0002-9171-8338
Родоман Григорий Владимирович д-р мед. наук, профессор, заведующий кафедрой общей хирургии, ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н. И. Пирогова» Минздрава России, 117997, г. Москва, ул. Островитянова, д. 1, главный врач, ГБУЗ «ГКБ № 24» Департамента здравоохранения г. Москвы, 127015, г. Москва, ул. Писцовая, д. 24, Е-mail: prof.rodoman@gmail.com, https://orcid.org/0000-0001-6692-1425
Сайганов Сергей Анатольевич д-р мед. наук, профессор, ректор, ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И. И. Мечникова», заведующий кафедрой госпитальной терапии и кардиологии им. М. С. Кушаковского, ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И. И. Мечникова», 191015, ул. Кирочная, д. 41, г. Санкт-Петербург, Россия, Е-mail: sergey.sayganov@szgmu.ru, https://orcid.org/0000-0001-8325-1937

В настоящей обзорной статье рассматриваются особенности образования, строения и функционирования нейтрофильных внеклеточных ловушек (NETs), образующихся из нейтрофилов при нетозе, одном из вариантов клеточной гибели. NETs представляют собой деконденсированный хроматин в комплексе с гистонами и протеинами нейтрофилов, и вследствие сочетания свойств всех компонентов являются участниками многих процессов: иммунного ответа при инфицировании, тромбообразования, аутоиммунного ответа, инвазии и метастазирования опухолей. За счет выраженной прокоагулянтной активности NETs оказываются одними из ключевых участников венозного тромбоза, при котором они выявляются в структуре тромбов и в системном кровотоке. Высокая концентрация NETs в плазме крови ассоциирована с риском тромботических осложнений при травме, инфекционных и онкологических заболеваниях. Деструкция NETs в присутствии ДНКазы в эксперименте препятствует тромбообразованию и улучшает результаты тромболизиса, что имеет перспективы клинического применения. Полученные на настоящий момент данные о NETs демонстрируют их высокий потенциал для использования с диагностической, прогностической и лечебной целями.

Литература:

1. Sørensen OE, Borregaard N. Neutrophil extracellular traps — the dark side of neutrophils. J Clin Invest. 2016; 126 (5): 1612–1620. https://doi.org/10.1172/JCI84538

2. von Vietinghoff , S., Tunnemann, G., Eulenberg, C., Wellner, M., Cristina Cardoso, M., Luft, F. C., & Kettritz, R. NB1 mediates surface expression of the ANCA antigen proteinase 3 on human neutrophils. Blood. 2007; 109 (10): 4487– 4493. https://doi.org/10.1182/blood-2006-10-055327

3. Malki A, Fiedler J, Fricke K, Ballweg I, Pfaffl MW, Krautwurst D. Class I odorant receptors, TAS1R and TAS2R taste receptors, are markers for subpopulations of circulating leukocytes. J Leukoc Biol. 2015; 97 (3): 533–545. https://doi. org/10.1189/jlb.2A0714-331RR

4. Caudrillier A, Kessenbrock K, Gilliss BM, Nguyen JX, Marques MB, Monestier M, Toy P, Werb Z, Looney MR. Platelets induce neutrophil extracellular traps in transfusion-related acute lung injury. J Clin Invest. 2012; 122 (7): 2661–71. https://doi.org/10.1172/JCI61303

5. Fuchs TA, Abed U, Goosmann C, Hurwitz R, Schulze I, Wahn V, Weinrauch Y, Brinkmann V, Zychlinsky A. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps. J Cell Biol. 2007; 176 (2): 231–41. https://doi.org/10.1083/ jcb.200606027

6. Wang Y, Li M, Stadler S, Correll S, Li P, Wang D, Hayama R, Leonelli L, Han H, Grigoryev SA, Allis CD, Coonrod SA. Histone hypercitrullination mediates chromatin decondensation and neutrophil extracellular trap formation. J Cell Biol. 2009; 184 (2): 205–13. https://doi.org/10.1083/jcb.200806072

7. Martinod K, Demers M, Fuchs TA, Wong SL, Brill A, Gallant M, Hu J, Wang Y, Wagner DD. Neutrophil histone modifi cation by peptidylarginine deiminase 4 is critical for deep vein thrombosis in mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2013; 110 (21): 8674–9. https://doi.org/10.1073/pnas.1301059110

8. Snoderly HT, Boone BA, Bennewitz MF. Neutrophil extracellular traps in breast cancer and beyond: current perspectives on NET stimuli, thrombosis and metastasis, and clinical utility for diagnosis and treatment. Breast Cancer Res. 2019; 21 (1): 145. https://doi.org/10.1186/s13058-019-1237-6

9. Maugeri N, Campana L, Gavina M, Covino C, De Metrio M, Panciroli C, Maiuri L, Maseri A, D’Angelo A, Bianchi ME, Rovere-Querini P, Manfredi AA. Activated platelets present high mobility group box 1 to neutrophils, inducing autophagy and promoting the extrusion of neutrophil extracellular traps. J Thromb Haemost. 2014; 12 (12): 2074–

88. https://doi.org/10.1111/jth.12710

10. Carestia A, Kaufman T, Rivadeneyra L, Landoni VI, Pozner RG, Negrotto S, D’Atri LP, Gómez RM, Schattner M. Mediators and molecular pathways involved in the regulation of neutrophil extracellular trap formation mediated by activated platelets. J Leukoc Biol. 2016; 99 (1): 153–62. https://doi.org/10.1189/jlb.3A0415-161R

11. Urban CF, Ermert D, Schmid M, Abu-Abed U, Goosmann C, Nacken W, Brinkmann V, Jungblut PR, Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps contain calprotectin, a cytosolic protein complex involved in host defense against Candida albicans. PLoS Pathog. 2009; 5 (10): e1000639. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000639

12. Halverson TW, Wilton M, Poon KK, Petri B, Lewenza S. DNA is an antimicrobial component of neutrophil extracellular traps. PLoS Pathog. 2015; 11 (1): e1004593. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1004593

13. Engelmann B, Massberg S. Thrombosis as an intravascular effector of innate immunity. Nat Rev Immunol. 2013; 13 (1): 34–45. https://doi.org/10.1038/nri3345

14. Fuchs TA, Brill A, Duerschmied D, Schatzberg D, Monestier M, Myers DD Jr, Wrobleski SK, Wakefi eld TW, Hartwig JH, Wagner DD. Extracellular DNA traps promote thrombosis. Proc Natl Acad Sci USA. 2010; 107 (36): 15880–5. https://doi.org/10.1073/pnas.1005743107

15. von Brühl ML, Stark K, Steinhart A, Chandraratne S, Konrad I, Lorenz M, Khandoga A, Tirniceriu A, Coletti R, Köllnberger M, Byrne RA, Laitinen I, Walch A, Brill A, Pfeiler S, Manukyan D, Braun S, Lange P, Riegger J, Ware J, Eckart A, Haidari S, Rudelius M, Schulz C, Echtler K, Brinkmann V, Schwaiger M, Preissner KT, Wagner DD, Mackman N, Engelmann B, Massberg S. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. J Exp Med. 2012; 209 (4): 819–35. https://doi.org/10.1084/jem.20112322

16. Barranco-Medina S, Pozzi N, Vogt AD, Di Cera E. Histone H4 promotes prothrombin autoactivation. J Biol Chem. 2013; 288 (50): 35749–57. https://doi.org/10.1074/jbc.M113.509786

17. Semeraro F, Ammollo CT, Esmon NL, Esmon CT. Histones induce phosphatidylserine exposure and a procoagulant phenotype in human red blood cells. J Thromb Haemost. 2014; 12 (10): 1697–702. https://doi. org/10.1111/jth.12677

18. Xu J, Zhang X, Pelayo R, Monestier M, Ammollo CT, Semeraro F, Taylor FB, Esmon NL, Lupu F, Esmon CT. Extracellular histones are major mediators of death in sepsis. Nat Med. 2009; 15 (11): 1318–21. https://doi.org/10.1038/nm.2053

19. Semeraro F, Ammollo CT, Morrissey JH, Dale GL, Friese P, Esmon NL, Esmon CT. Extracellular histones promote thrombin generation through platelet-dependent mechanisms: involvement of platelet TLR2 and TLR4. Blood. 2011; 118 (7): 1952–61. https://doi.org/10.1182/blood-2011-03-343061

20. Ammollo CT, Semeraro F, Xu J, Esmon NL, Esmon CT. Extracellular histones increase plasma thrombin generation by impairing thrombomodulin-dependent protein C activation. J Thromb Haemost. 2011; 9 (9): 1795–803. https://doi.org/10.1111/j.1538–7836.2011.04422.x

21. Ward CM, Tetaz TJ, Andrews RK, Berndt MC. Binding of the von Willebrand factor A1 domain to histone. Thromb Res. 1997; 86 (6): 469–77. https://doi.org/10.1016/s0049–3848 (97) 00096–0

22. Rossaint J, Herter JM, Van Aken H, Napirei M, Döring Y, Weber C, Soehnlein O, Zarbock A. Synchronized integrin engagement and chemokine activation is crucial in neutrophil extracellular trap-mediated sterile inflammation. Blood. 2014; 123 (16): 2573–84. https://doi.org/10.1182/blood-2013-07-516484

23. Savchenko AS, Martinod K, Seidman MA, Wong SL, Borissoff JI, Piazza G, Libby P, Goldhaber SZ, Mitchell RN, Wagner DD. Neutrophil extracellular traps form predominantly during the organizing stage of human venous thromboembolism development. J Thromb Haemost. 2014; 12 (6): 860–70. https://doi.org/10.1111/jth.12571

24. Nakazawa D, Tomaru U, Yamamoto C, Jodo S, Ishizu A. Abundant neutrophil extracellular traps in thrombus of patient with microscopic polyangiitis. Front Immunol. 2012; 3: 333. https://doi.org/10.3389/fi mmu.2012.00333

25. Middleton EA, He XY, Denorme F, Campbell RA, Ng D, Salvatore SP, Mostyka M, Baxter-Stoltzfus A, Borczuk AC, Loda M, Cody MJ, Manne BK, Portier I, Harris ES, Petrey AC, Beswick EJ, Caulin AF, Iovino A, Abegglen LM, Weyrich AS, Rondina MT, Egeblad M, Schiffman JD, Yost CC. Neutrophil extracellular traps contribute to immunothrombosis in COVID-19 acute respiratory distress syndrome. Blood. 2020; 136 (10): 1169–1179. https://doi.org/10.1182/ blood.2020007008

26. Nicolai L, Leunig A, Brambs S, Kaiser R, Weinberger T, Weigand M, Muenchhoff M, Hellmuth JC, Ledderose S, Schulz H, Scherer C, Rudelius M, Zoller M, Höchter D, Keppler O, Teupser D, Zwißler B, von Bergwelt-Baildon M, Kääb S, Massberg S, Pekayvaz K, Stark K. Immunothrombotic Dysregulation in COVID-19 Pneumonia Is Associated With Respiratory Failure and Coagulopathy. Circulation. 2020; 142 (12): 1176–1189. https://doi.org/10.1161/ CIRCULATIONAHA.120.048488

27. Diaz JA, Fuchs TA, Jackson TO, Kremer Hovinga JA, Lämmle B, Henke PK, Myers DD Jr, Wagner DD, Wakefield TW; for the Michigan Research Venous Group*. Plasma DNA is Elevated in Patients with Deep Vein Thrombosis. J Vasc Surg Venous Lymphat Disord. 2013; 1 (4): 341–348.e1. https://doi.org/10.1016/j.jvsv.2012.12.002

28. van Montfoort ML, Stephan F, Lauw MN, Hutten BA, Van Mierlo GJ, Solati S, Middeldorp S, Meijers JC, Zeerleder S. Circulating nucleosomes and neutrophil activation as risk factors for deep vein thrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013; 33 (1): 147–51. https://doi.org/10.1161/ATVBAHA.112.300498

29. Zuo Y, Yalavarthi S, Shi H, Gockman K, Zuo M, Madison JA, Blair C, Weber A, Barnes BJ, Egeblad M, Woods RJ, Kanthi Y, Knight JS. Neutrophil extracellular traps in COVID-19. JCI Insight. 2020; 5 (11): e138999. https://doi. org/10.1172/jci.insight.138999

30. Abrams ST, Zhang N, Manson J, Liu T, Dart C, Baluwa F, Wang SS, Brohi K, Kipar A, Yu W, Wang G, Toh CH. Circulating histones are mediators of trauma-associated lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2013; 187 (2): 160–9. https://doi.org/10.1164/rccm.201206-1037OC

31. Liu Y, Liu L. The pro-tumor effect and the anti-tumor effect of neutrophils extracellular traps. Biosci Trends. 2020; 13 (6): 469–475. https://doi.org/10.5582/bst.2019.01326

32. Yang C, Sun W, Cui W, Li X, Yao J, Jia X, Li C, Wu H, Hu Z, Zou X. Procoagulant role of neutrophil extracellular traps in patients with gastric cancer. Int J Clin Exp Pathol. 2015; 8 (11): 14075–86.

33. Richardson JJR, Hendrickse C, Gao-Smith F, Thickett DR. Neutrophil Extracellular Trap Production in Patients with Colorectal Cancer In Vitro. Int J Infl am. 2017; 2017: 4915062. https://doi.org/10.1155/2017/4915062

34. Yang L, Liu L, Zhang R, Hong J, Wang Y, Wang J, Zuo J, Zhang J, Chen J, Hao H. IL-8 mediates a positive loop connecting increased neutrophil extracellular traps (NETs) and colorectal cancer liver metastasis. J Cancer. 2020; 11 (15): 4384–4396. https://doi.org/10.7150/jca.44215

35. Park J, Wysocki RW, Amoozgar Z, Maiorino L, Fein MR, Jorns J, Schott AF, Kinugasa-Katayama Y, Lee Y, Won NH, Nakasone ES, Hearn SA, Küttner V, Qiu J, Almeida AS, Perurena N, Kessenbrock K, Goldberg MS, Egeblad M. Cancer cells induce metastasis-supporting neutrophil extracellular DNA traps. Sci Transl Med. 2016; 8 (361): 361ra138. https:// doi.org/10.1126/scitranslmed.aag1711

36. Kuroi K, Tanaka C, Toi M. Clinical significance of plasma nucleosome levels in cancer patients. Int J Oncol. 2001; 19 (1): 143–8. https://doi.org/10.3892/ijo.19.1.143

1. Sørensen OE, Borregaard N. Neutrophil extracellular traps — the dark side of neutrophils. J Clin Invest. 2016; 126 (5): 1612–1620. https://doi.org/10.1172/JCI84538

2. von Vietinghoff , S., Tunnemann, G., Eulenberg, C., Wellner, M., Cristina Cardoso, M., Luft, F. C., & Kettritz, R. NB1 mediates surface expression of the ANCA antigen proteinase 3 on human neutrophils. Blood. 2007; 109 (10): 4487– 4493. https://doi.org/10.1182/blood-2006-10-055327

3. Malki A, Fiedler J, Fricke K, Ballweg I, Pfaffl MW, Krautwurst D. Class I odorant receptors, TAS1R and TAS2R taste receptors, are markers for subpopulations of circulating leukocytes. J Leukoc Biol. 2015; 97 (3): 533–545. https://doi. org/10.1189/jlb.2A0714-331RR

4. Caudrillier A, Kessenbrock K, Gilliss BM, Nguyen JX, Marques MB, Monestier M, Toy P, Werb Z, Looney MR. Platelets induce neutrophil extracellular traps in transfusion-related acute lung injury. J Clin Invest. 2012; 122 (7): 2661–71. https://doi.org/10.1172/JCI61303

5. Fuchs TA, Abed U, Goosmann C, Hurwitz R, Schulze I, Wahn V, Weinrauch Y, Brinkmann V, Zychlinsky A. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps. J Cell Biol. 2007; 176 (2): 231–41. https://doi.org/10.1083/ jcb.200606027

6. Wang Y, Li M, Stadler S, Correll S, Li P, Wang D, Hayama R, Leonelli L, Han H, Grigoryev SA, Allis CD, Coonrod SA. Histone hypercitrullination mediates chromatin decondensation and neutrophil extracellular trap formation. J Cell Biol. 2009; 184 (2): 205–13. https://doi.org/10.1083/jcb.200806072

7. Martinod K, Demers M, Fuchs TA, Wong SL, Brill A, Gallant M, Hu J, Wang Y, Wagner DD. Neutrophil histone modifi cation by peptidylarginine deiminase 4 is critical for deep vein thrombosis in mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2013; 110 (21): 8674–9. https://doi.org/10.1073/pnas.1301059110

8. Snoderly HT, Boone BA, Bennewitz MF. Neutrophil extracellular traps in breast cancer and beyond: current perspectives on NET stimuli, thrombosis and metastasis, and clinical utility for diagnosis and treatment. Breast Cancer Res. 2019; 21 (1): 145. https://doi.org/10.1186/s13058-019-1237-6

9. Maugeri N, Campana L, Gavina M, Covino C, De Metrio M, Panciroli C, Maiuri L, Maseri A, D’Angelo A, Bianchi ME, Rovere-Querini P, Manfredi AA. Activated platelets present high mobility group box 1 to neutrophils, inducing autophagy and promoting the extrusion of neutrophil extracellular traps. J Thromb Haemost. 2014; 12 (12): 2074–

88. https://doi.org/10.1111/jth.12710

10. Carestia A, Kaufman T, Rivadeneyra L, Landoni VI, Pozner RG, Negrotto S, D’Atri LP, Gómez RM, Schattner M. Mediators and molecular pathways involved in the regulation of neutrophil extracellular trap formation mediated by activated platelets. J Leukoc Biol. 2016; 99 (1): 153–62. https://doi.org/10.1189/jlb.3A0415-161R

11. Urban CF, Ermert D, Schmid M, Abu-Abed U, Goosmann C, Nacken W, Brinkmann V, Jungblut PR, Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps contain calprotectin, a cytosolic protein complex involved in host defense against Candida albicans. PLoS Pathog. 2009; 5 (10): e1000639. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000639

12. Halverson TW, Wilton M, Poon KK, Petri B, Lewenza S. DNA is an antimicrobial component of neutrophil extracellular traps. PLoS Pathog. 2015; 11 (1): e1004593. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1004593

13. Engelmann B, Massberg S. Thrombosis as an intravascular effector of innate immunity. Nat Rev Immunol. 2013; 13 (1): 34–45. https://doi.org/10.1038/nri3345

14. Fuchs TA, Brill A, Duerschmied D, Schatzberg D, Monestier M, Myers DD Jr, Wrobleski SK, Wakefi eld TW, Hartwig JH, Wagner DD. Extracellular DNA traps promote thrombosis. Proc Natl Acad Sci USA. 2010; 107 (36): 15880–5. https://doi.org/10.1073/pnas.1005743107

15. von Brühl ML, Stark K, Steinhart A, Chandraratne S, Konrad I, Lorenz M, Khandoga A, Tirniceriu A, Coletti R, Köllnberger M, Byrne RA, Laitinen I, Walch A, Brill A, Pfeiler S, Manukyan D, Braun S, Lange P, Riegger J, Ware J, Eckart A, Haidari S, Rudelius M, Schulz C, Echtler K, Brinkmann V, Schwaiger M, Preissner KT, Wagner DD, Mackman N, Engelmann B, Massberg S. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. J Exp Med. 2012; 209 (4): 819–35. https://doi.org/10.1084/jem.20112322

16. Barranco-Medina S, Pozzi N, Vogt AD, Di Cera E. Histone H4 promotes prothrombin autoactivation. J Biol Chem. 2013; 288 (50): 35749–57. https://doi.org/10.1074/jbc.M113.509786

17. Semeraro F, Ammollo CT, Esmon NL, Esmon CT. Histones induce phosphatidylserine exposure and a procoagulant phenotype in human red blood cells. J Thromb Haemost. 2014; 12 (10): 1697–702. https://doi. org/10.1111/jth.12677

18. Xu J, Zhang X, Pelayo R, Monestier M, Ammollo CT, Semeraro F, Taylor FB, Esmon NL, Lupu F, Esmon CT. Extracellular histones are major mediators of death in sepsis. Nat Med. 2009; 15 (11): 1318–21. https://doi.org/10.1038/nm.2053

19. Semeraro F, Ammollo CT, Morrissey JH, Dale GL, Friese P, Esmon NL, Esmon CT. Extracellular histones promote thrombin generation through platelet-dependent mechanisms: involvement of platelet TLR2 and TLR4. Blood. 2011; 118 (7): 1952–61. https://doi.org/10.1182/blood-2011-03-343061

20. Ammollo CT, Semeraro F, Xu J, Esmon NL, Esmon CT. Extracellular histones increase plasma thrombin generation by impairing thrombomodulin-dependent protein C activation. J Thromb Haemost. 2011; 9 (9): 1795–803. https://doi.org/10.1111/j.1538–7836.2011.04422.x

21. Ward CM, Tetaz TJ, Andrews RK, Berndt MC. Binding of the von Willebrand factor A1 domain to histone. Thromb Res. 1997; 86 (6): 469–77. https://doi.org/10.1016/s0049–3848 (97) 00096–0

22. Rossaint J, Herter JM, Van Aken H, Napirei M, Döring Y, Weber C, Soehnlein O, Zarbock A. Synchronized integrin engagement and chemokine activation is crucial in neutrophil extracellular trap-mediated sterile inflammation. Blood. 2014; 123 (16): 2573–84. https://doi.org/10.1182/blood-2013-07-516484

23. Savchenko AS, Martinod K, Seidman MA, Wong SL, Borissoff JI, Piazza G, Libby P, Goldhaber SZ, Mitchell RN, Wagner DD. Neutrophil extracellular traps form predominantly during the organizing stage of human venous thromboembolism development. J Thromb Haemost. 2014; 12 (6): 860–70. https://doi.org/10.1111/jth.12571

24. Nakazawa D, Tomaru U, Yamamoto C, Jodo S, Ishizu A. Abundant neutrophil extracellular traps in thrombus of patient with microscopic polyangiitis. Front Immunol. 2012; 3: 333. https://doi.org/10.3389/fi mmu.2012.00333

25. Middleton EA, He XY, Denorme F, Campbell RA, Ng D, Salvatore SP, Mostyka M, Baxter-Stoltzfus A, Borczuk AC, Loda M, Cody MJ, Manne BK, Portier I, Harris ES, Petrey AC, Beswick EJ, Caulin AF, Iovino A, Abegglen LM, Weyrich AS, Rondina MT, Egeblad M, Schiffman JD, Yost CC. Neutrophil extracellular traps contribute to immunothrombosis in COVID-19 acute respiratory distress syndrome. Blood. 2020; 136 (10): 1169–1179. https://doi.org/10.1182/ blood.2020007008

26. Nicolai L, Leunig A, Brambs S, Kaiser R, Weinberger T, Weigand M, Muenchhoff M, Hellmuth JC, Ledderose S, Schulz H, Scherer C, Rudelius M, Zoller M, Höchter D, Keppler O, Teupser D, Zwißler B, von Bergwelt-Baildon M, Kääb S, Massberg S, Pekayvaz K, Stark K. Immunothrombotic Dysregulation in COVID-19 Pneumonia Is Associated With Respiratory Failure and Coagulopathy. Circulation. 2020; 142 (12): 1176–1189. https://doi.org/10.1161/ CIRCULATIONAHA.120.048488

27. Diaz JA, Fuchs TA, Jackson TO, Kremer Hovinga JA, Lämmle B, Henke PK, Myers DD Jr, Wagner DD, Wakefield TW; for the Michigan Research Venous Group*. Plasma DNA is Elevated in Patients with Deep Vein Thrombosis. J Vasc Surg Venous Lymphat Disord. 2013; 1 (4): 341–348.e1. https://doi.org/10.1016/j.jvsv.2012.12.002

28. van Montfoort ML, Stephan F, Lauw MN, Hutten BA, Van Mierlo GJ, Solati S, Middeldorp S, Meijers JC, Zeerleder S. Circulating nucleosomes and neutrophil activation as risk factors for deep vein thrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2013; 33 (1): 147–51. https://doi.org/10.1161/ATVBAHA.112.300498

29. Zuo Y, Yalavarthi S, Shi H, Gockman K, Zuo M, Madison JA, Blair C, Weber A, Barnes BJ, Egeblad M, Woods RJ, Kanthi Y, Knight JS. Neutrophil extracellular traps in COVID-19. JCI Insight. 2020; 5 (11): e138999. https://doi. org/10.1172/jci.insight.138999

30. Abrams ST, Zhang N, Manson J, Liu T, Dart C, Baluwa F, Wang SS, Brohi K, Kipar A, Yu W, Wang G, Toh CH. Circulating histones are mediators of trauma-associated lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2013; 187 (2): 160–9. https://doi.org/10.1164/rccm.201206-1037OC

31. Liu Y, Liu L. The pro-tumor eff ect and the anti-tumor effect of neutrophils extracellular traps. Biosci Trends. 2020; 13 (6): 469–475. https://doi.org/10.5582/bst.2019.01326

32. Yang C, Sun W, Cui W, Li X, Yao J, Jia X, Li C, Wu H, Hu Z, Zou X. Procoagulant role of neutrophil extracellular traps in patients with gastric cancer. Int J Clin Exp Pathol. 2015; 8 (11): 14075–86.

33. Richardson JJR, Hendrickse C, Gao-Smith F, Thickett DR. Neutrophil Extracellular Trap Production in Patients with Colorectal Cancer In Vitro. Int J Infl am. 2017; 2017: 4915062. https://doi.org/10.1155/2017/4915062

34. Yang L, Liu L, Zhang R, Hong J, Wang Y, Wang J, Zuo J, Zhang J, Chen J, Hao H. IL-8 mediates a positive loop connecting increased neutrophil extracellular traps (NETs) and colorectal cancer liver metastasis. J Cancer. 2020; 11 (15): 4384–4396. https://doi.org/10.7150/jca.44215

35. Park J, Wysocki RW, Amoozgar Z, Maiorino L, Fein MR, Jorns J, Schott AF, Kinugasa-Katayama Y, Lee Y, Won NH, Nakasone ES, Hearn SA, Küttner V, Qiu J, Almeida AS, Perurena N, Kessenbrock K, Goldberg MS, Egeblad M. Cancer cells induce metastasis-supporting neutrophil extracellular DNA traps. Sci Transl Med. 2016; 8 (361): 361ra138. https:// doi.org/10.1126/scitranslmed.aag1711

36. Kuroi K, Tanaka C, Toi M. Clinical signifi cance of plasma nucleosome levels in cancer patients. Int J Oncol. 2001; 19 (1): 143–8. https://doi.org/10.3892/ijo.19.1.143

Нейтрофильные внеклеточные ловушки (neutrophil extracellular traps, NETs) представляют собой деконденсированную ДНК, соединенную с гистонами и белками нейтрофильных гранул, которая выбрасывается во внеклеточное пространство в процессе запрограммированной гибели нейтрофилов, нетоза [1]. Изначально полагалось, что основная функция NETs заключается в участии в инфекционном процессе. Позднее была доказана их роль в аутоиммунном ответе и в процессе тромбообразования [1].

Нейтрофилы (НФ) в периферической крови отличаются по своим свойствам, по уровню хемотаксической активности, белкам гранул, что определяет гетерогенность их популяций, в том числе способность к нетозу [2, 3]. Известно, что около 10–20 % НФ циркулируют в крови в виде агрегатов с тромбоцитами (Тц) и только около 20 % НФ участвуют в образовании NETs [1, 4].

Нетоз представляет особый процесс, результатом которого является выделение из клетки экстрацеллюлярной ДНК, и по своим механизмам он отличается от других вариантов клеточной гибели, таких как апоптоз и некроз [5]. При воссоздании нетоза в эксперименте in vitro в течение часа с момента активации НФ наблюдается деконденсация хроматина в ядре клеток с последующей в течение трех часов дезинтеграцией ядерной мембраны на мелкие везикулы [5]. В течение того же времени исчезают НФ гранулы, при этом ряд компонентов гранул, в том числе эластаза, оказываются ассоциированы с хроматином. Плазматическая мембрана клетки разрушается в последнюю очередь, что дает возможность сосредоточить процесс внутри клетки и взаимодействовать всем компонентам [5].

Механизм образования NETs до конца не изучен. Для их формирования необходим фермент пептидиларгинин деиминаза 4 (PAD4), отвечающий за цетруллинирование гистонов, что обеспечивает деконденсацию хроматина [6]. В большинстве работ реакции на выявление цитруллинированных гистонов используют как один из способов обнаружения NETs в изучаемой среде. О значимости PAD4 в образовании NETs свидетельствуют результаты эксперимента на мышах с дефицитом фермента (PAD4 —/—) [7]. Из-за потери способности к образованию NETs нейтрофилами стеноз нижней полой вены у таких мышей не приводит к тромбообразованию через 48 часов, на сроке, при котором неизменно развивается тромбоз у мышей дикого типа (PAD4+/+). Введение НФ с активным ферментом PAD4 мышам-реципиентам PAD4 –/– возвращает последним способность к тромбообразованию. Возможными другими ключевыми ферментами нетоза являются эластаза и миелопероксидаза (МПО) НФ, которые способствуют PAD-независимому формированию NETs [8]. Колокализация их с экстрацеллюлярной ДНК позволяет при позитивном иммуногистохимическом окрашивании на эластазу и МПО судить о присутствии NETs при морфологических исследованиях.

Для Цитирования:
Порембская Ольга Ярославна, Лобастов Кирилл Викторович, Кравчук Вячеслав Николаевич, Грицкова Ирина Владимировна, Лаберко Леонид Александрович, Чесноков Михаил Шакирович, Родоман Григорий Владимирович, Сайганов Сергей Анатольевич, Нейтрофильные экстрацеллюлярные ловушки: жизнь нейтрофила после смерти. Хирург. 2021;2.
Полная версия статьи доступна подписчикам журнала
Язык статьи:
Действия с выбранными: